EFECTO DE LA APLICACIÓN DE MICORRIZAS EN EL DESARROLLO
DE PLÁNTULAS DE ARÁNDANO (Vaccinium corymbosum L.) EN FASE DE
VIVERO
ANDREY SANTIAGO CALVO TUTA
CAMILO CONTRERAS CASTAÑO
Universidad de Ciencias Ambientales y Aplicadas Facultad de Ciencias Agropecuarias Programa Ingeniería Agronómica Bogotá DC, Colombia Febrero, 2026
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE MICORRIZAS EN EL DESARROLLO
DE PLÁNTULAS DE ARÁNDANO EN FASE DE VIVERO
Andrey Santiago Calvo Tuta Camilo Contreras Castaño
Trabajo presentado como requisito para optar al título de: Ingenieros Agrónomos
Director (a):
Luz Angela Sánchez Rodríguez M.Sc. Ciencias Codirector (a):
Mario Alejandro Cano Ph.D.,
Línea de Investigación: Producción Agrícola Sostenible Semillero de investigación - Ecofisiología y Propagación Vegetal
Universidad de Ciencias Ambientales y Aplicadas Facultad de Ciencias Agropecuarias Programa Ingeniería agronómica Bogotá DC, Colombia Febrero, 2026
Nota de aceptación:
Aprobado por el Comité de Programa en cumplimiento de los requisitos exigidos por el Acuerdo Superior N° 11 de 2017 y Acuerdo Académico N° 41 de 2017 para optar al título de Ingeniero Agrónomo
Jurado
Jurado
Bogotá, __Día__ de _Mes__de ___Año__2026___
Dedicatoria De: Andrey Santiago Calvo Tuta Primeramente, agradezco a Dios, por ser mi guía, por darme la fortaleza, la sabiduría y la fe necesarias para culminar este sueño. Sin Su presencia en mi vida, nada de esto habría sido posible. A mi mamita Andrea, la mujer más disciplinada que conozco y a quien amo profundamente. Gracias por ser mi ejemplo de dedicación, esfuerzo y valentía. Tu amor y tus enseñanzas han sido una luz constante que ha iluminado mi camino. A mi papito, por ser siempre mi polo a tierra, por guiarme con su ejemplo y por enseñarme con sus pasos el valor del trabajo, la humildad y la perseverancia. A mi hermanito Dylan, mi mejor amigo, quien llena mi vida de alegría, con el deseo de que siempre se sienta orgulloso de mí. A mi prometida, por su apoyo incondicional, por creer en mí incluso en los momentos más difíciles. Por último, a Camilo mi compañero de tesis por su disposición y compromiso para que todo este trabajo se realizara de la mejor manera.
De: Camilo Contreras Castaño Primeramente a Dios por haber sido mi guía durante toda mi vida, a mi mamá Paola por su amor incondicional, por ser mi guía durante la vida, por siempre estar en los momentos más difíciles a mi lado, por siempre escucharme y brindarme los mejores consejos, a mi papá Camilo Andrés por ser quien me brindó seguridad en momentos difíciles, a mi abuela Lucía por ser siempre quien me motiva a salir adelante y ser mejor persona, a mi hermana menor Lina quien siempre me brinda amor y fuerzas para salir adelante, a mis amigos Daniel, Milton, Camila y Santiago por ser siempre el apoyo incondicional en los momentos difíciles durante mi paso por la carrera profesional
AGRADECIMIENTOS
Queremos manifestar nuestro más sincero agradecimiento a todas las personas que contribuyeron de manera significativa al desarrollo y culminación de esta investigación. En primer lugar, expresamos un especial reconocimiento a la Ingeniera Agrónoma y directora de tesis, Luz Ángela Sánchez Rodríguez, por su orientación, dedicación y acompañamiento constante a lo largo de cada etapa del proyecto. Su experiencia, consejos y apoyo fueron fundamentales para alcanzar los objetivos propuestos.
También expresamos un especial agradecimiento a Gustavo Sol, propietario de la finca Arándanos de San Antonio, ubicada en Villapinzón, por su disposición y apoyo al facilitarnos el material vegetal requerido para el desarrollo del proyecto. Su aporte fue clave para contar con material adecuado que permitió obtener resultados confiables y representativos.
A los compañeros y familiares que participaron durante en el desarrollo y desmontaje del proyecto. Su trabajo en equipo y colaboración fueron esenciales para cumplir con los tiempos establecidos y garantizar una adecuada ejecución de las actividades planteadas. Finalmente, agradecemos a la universidad por proporcionarnos las instalaciones, y los recursos necesarios para llevar a cabo esta investigación.
RESUMEN
La comercialización de arándanos (Vaccinium corymbosum L.) en Colombia se encuentra actualmente en expansión con el uso de variedades como Emerald y Biloxi, No obstante, el éxito de su establecimiento en campo depende significativamente de la calidad y el desarrollo de las plántulas durante la fase de vivero, en este contexto las micorrizas arbusculares constituyen una alternativa biotecnológica para mejorar el crecimiento vegetal y la absorción de nutrientes. Con base a las necesidades de los productores, el presente trabajo evaluó el efecto de la aplicación de cuatro tipos de micorrizas (Safer ® (Glomus sp., Scutellospora sp., Acaulospora sp., Entrophospora sp), Mycoup ® (Glomus iranicum var. Tenuihypharum), Nativa ® (Glomus, Acaulospora, Entrophospora y Gigaspora.) y Campo Verde ® (Glomus spp, Acaulospora spp, Entrophospora spp, y Scutellospora spp.)) en el desarrollo de plántulas de arándano (Biloxi) y (Emerald) en fase de vivero, bajo condiciones de los departamentos de Boyacá y Cundinamarca. Se implementó un diseño experimental completamente al azar con cinco tratamientos Safer ®, Mycoup ®, Nativa ®, Campo Verde ® y un tratamiento sin aplicación. Se evaluaron variables como altura de planta, número de hojas, número de brotes número de basales y longitud de raíz. Los resultados demostraron que las plántulas tratadas con micorriza (Mycoup ®) mostraron incrementos significativos en comparación con el control en la mayoría de las variables evaluadas, destacando una mejora en la longitud de las raíces y la calidad de las plantas. En particular, se evidenció que el uso de micorrizas comerciales en vivero constituye una estrategia eficiente y sostenible para optimizar el crecimiento de las plántulas de arándano, contribuyendo así al fortalecimiento del cultivo.
Palabras Claves:
Arándanos (Vaccinium corimbosum L.), Micorrizas, Arbusculares, Mycoup ®, Safer ®, Nativa ®, Campo verde ®. Basales, longitud.
Abstract The commercialization of blueberries (Vaccinium corymbosum L.) in Colombia is currently expanding with the use of varieties such as Emerald and Biloxi. However, the success of its establishment in the field depends significantly on the quality and development of seedlings during the nursery phase. In this context, arbuscular mycorrhizae constitute a biotechnological alternative to improve plant growth and nutrient absorption. Based on the needs of producers, this work evaluated the effect of the application of four types of mycorrhizae (Safer ® (Glomus sp., Scutellospora sp., Acaulospora sp., Entrophospora sp), Mycoup ® (Glomus iranicum var. Tenuihypharum), Nativa ® (Glomus, Acaulospora, Entrophospora y Gigaspora) and Campo Verde ® (Glomus spp, Acaulospora spp, Entrophospora spp, y Scutellospora spp)) on the development of blueberry seedlings (Biloxi) and (Emerald) in the nursery phase, under conditions of the departments of Boyacá and Cundinamarca. A completely randomized experimental design was implemented with five treatments: Safer, Mycoup, Nativa, Campo Verde, and one treatment without application. Variables such as plant height, number of leaves, number of shoots, number of basal shoots, and root length were evaluated. The results showed that seedlings treated with mycorrhiza (Mycoup) showed significant increases compared to the control in most of the variables evaluated, highlighting an improvement in root length and plant quality. It was evident that the use of commercial mycorrhizae in nurseries constitutes an efficient and sustainable strategy to optimize the growth of blueberry seedlings, thus contributing to the
strengthening of the crop. Keywords: Blueberries, Mycorrhizae, Arbuscular, Mycoup ®, Safer ®, Native ®, Greenfield ®. Basal, length.
CONTENIDO
Contenido RESUMEN................................................................................................................6 Abstract .....................................................................................................................7 4.1. Objetivo General ......................................................................................15 4.2. Objetivos Específicos ...............................................................................16
5.
MARCO TEÓRICO ..................................................................................16
5.1.
Generalidades del Arándano ....................................................................16
5.2.
Propagación del arándano ........................................................................18
5.3.
Micorrizas ...................................................................................................20
5.4.
Micorrizas arbusculares ............................................................................23
6.
ANTECEDENTES .....................................................................................24
7.
METODOLOGÍA ......................................................................................25 Longitud radicular .................................................................................................33 Longitud foliar .......................................................................................................34 Número de brotes de basales .................................................................................35 Masa seca de raíz y Masa seca foliar ....................................................................35 Identificación de micorrizas en raíces ..................................................................36
8.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...............................................................41
8.1.
Porcentaje de colonización ........................................................................42
8.2.
Longitud radicular .....................................................................................44
8.3.
Longitud Foliar ..........................................................................................46
8.4.
Número de brote de basales ......................................................................48
8.5.
Masa seca de raíz .......................................................................................49
8.6.
Masa seca foliar ..........................................................................................50
9.
CONCLUSIONES......................................................................................53
10.
RECOMENDACIONES............................................................................55
11.
BIBLIOGRAFÍA........................................................................................56
12.
ANEXOS .....................................................................................................66
12.1.
Anexo 1 Estadística localidad UDCA ...................................................66
12.2.
Anexo 2 Estadística localidad Villapinzón ...........................................69
LISTA DE FIGURAS
Figura 3. Instalaciones de las localidades en donde se establecieron los tratamientos a (vivero de la U.D.C.A) b (vivero de la finca San Antonio) ............................................. 26 Figura 5. Inoculación de las plántulas con las micorrizas establecidas (Mycoup ®, Campo verde ®, Safer ®, Nativa ®)................................................................................... 29 Figura 6. Montaje de las plántulas inoculadas en las dos localidades a (Finca San Antonio) b (U.D.C.A) ......................................................................................................... 30 Figura 7. Montaje de las plántulas inoculadas en el vivero de la universidad de ciencias aplicadas y ambientales (U.D.C.A) ....................................................................... 32 Figura 8. Fertilización aplicada a las plantas a base de los productos y solución madre recomendados. ......................................................................................................... 33 Figura 9. Muestreo destructivo en la variable longitud de raíz, raíces de arándano (Vaccinium corymbosum) previamente lavadas para el seguimiento de las demás variables. ............................................................................................................................. 34 Figura 10. Muestreo destructivo en la variable longitud foliar, plantas de arándano (Vaccinium corymbosum). ................................................................................................. 35 Figura 11. Muestreo destructivo en la variable masa seca de raíz y foliar, plantas de arándano (Vaccinium corymbosum) previamente sometidas al horno a 70 °C durante 48 horas. ................................................................................................................................... 36 Figura 12. Reposo de raíces durante 7 días con KOH para lograr una despigmentación homogénea en todas las raíces ................................................................ 38 Figura 13. Lavado y enjuague de raíces para limpiarlas dedo exceso de KOH para posteriormente aplicar azul de lactofenol y lograr teñir las estructuras de micorrizas. ...... 38 Figura 14. Montaje de placas para ser analizadas con el microscopio. .................. 39 Figura 15. Raíces montadas en láminas portaobjetos para ser analizadas bajo el microscopio. ........................................................................................................................ 39 Figura 16. Esporas encontradas en raíces de arándano var. Emerald en la localidad de Villapinzón. .................................................................................................................... 40 Figura 17. Porcentaje de colonización en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. ..................... 42 Figura 18. Longitud foliar medido en (cm) en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald......................................................................... 44
Figura 19. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas y mejor desarrollo radicular, a (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Mycoup) b (variedad Biloxi inoculada con micorriza Nativa) ......................................................................................... 45 Figura 20. Longitud Foliar en localidades a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. ....................................................................................................... 46 Figura 21. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas con mayor longitud foliar, a (variedad Emerald - inoculada con micorriza Mycoup) b (variedad Biloxi inoculada con micorriza Mycoup) c (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Safer) .... 47 Figura 22. Numero de basales en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) . Numero de basales en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. .............................................................................................................................. 48 Figura 23. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas con mayor número de basales, a (variedad Emerald - inoculada con micorriza Campo verde ®) b (variedad Biloxi
- inoculada con micorriza Safer ®) ..................................................................................... 49
Figura 24. Masa seca de raíz en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. ........................................... 49 Figura 25. Masa seca de raíz en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. ........................................... 51
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Clasificación taxonómica del arándano (Vaccinium corymbosum L.) ... 16 Tabla 2 Principales características diferenciales entre las variedades (Emerald y Biloxi). ................................................................................................................................ 18 Tabla 3 Descripción y composición de los hongos micorrícicos comerciales implementados. ................................................................................................................... 23 Tabla 4. Descripción de los tratamientos con hongos micorrícicos evaluados para el desarrollo vegetal y enraizamiento de las plantas arándano (Vaccinium corymbosum L.). ....................................................................................................................................... 27
LISTA DE SÍMBOLOS Y/O GLOSARIO
Símbolo Significado
VP Villapinzón UA
UDCA
nm Nanómetro MIR Resistencia inducida por micorrizas HMA Hongo Formador de Micorrizas Arbusculares NUE Uso más eficiente del Nitrógeno WUE Uso más eficiente del agua
1. INTRODUCCIÓN
El cultivo de arándanos (Vaccinium corymbosum) en Colombia ha experimentado un crecimiento acelerado debido a su potencial exportador y a sus reconocidas propiedades nutricionales, como su alto contenido en antioxidantes y su bajo valor calórico (Aimeth, 2018). No obstante, el establecimiento exitoso de este cultivo enfrenta desafíos agronómicos importantes, principalmente por la limitada transferencia tecnológica, lo que exige optimizar las fases tempranas de producción en vivero, donde se forman las bases para un crecimiento saludable y productivo en campo (Aimeth, 2018).
La inoculación con hongos micorrícicos durante la fase de vivero no solo busca potenciar el crecimiento inicial de la planta, sino también inducir una mayor resistencia al trasplante definitivo en campo, según (Olivera, et al. 2022), el uso de biofertilizantes a base de hongos micorrícicos complementa la arquitectura radicular y el estado nutricional foliar, optimizando el uso de insumos químicos y promoviendo una agricultura más sostenible. Por tanto, el estudio de la eficacia de estos microorganismos en las primeras etapas de desarrollo es crucial para garantizar la productividad y longevidad de las plantaciones comerciales. Esta asociación simbiótica facilita la absorción de nutrientes esenciales, en particular fósforo, y contribuye a mejorar la tolerancia de las plantas a condiciones de estrés abiótico, como sequías o suelos de baja fertilidad (Carrillo et al., 2015). En el caso del arándano, que presenta un sistema radicular fino y poco profundo, estas asociaciones pueden ser determinantes para lograr un establecimiento eficiente y saludable. Además, el uso de micorrizas en vivero permite optimizar la aplicación de fertilizantes minerales, reduciendo impactos ambientales y favoreciendo la sostenibilidad agrícola (Rubio et al., 2010). Finalmente, la integración de microorganismos benéficos desde el vivero permite reducir la huella ambiental del cultivo al optimizar el uso de insumos químicos (Rubio et al., 2010). Dado que el éxito de la simbiosis depende de la
compatibilidad entre la cepa fúngica, el genotipo de la planta y las condiciones del sustrato resulta imperativo evaluar la eficacia de estos inoculantes en las etapas tempranas para asegurar un establecimiento saludable y económicamente viable.
2. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
El cultivo de arándano (Vaccinium corymbosum L.) se ha consolidado en los últimos años como una especie de creciente interés en Colombia, impulsado por su alta demanda en mercados nacionales e internacionales. Esta dinámica ha generado una expansión progresiva del área sembrada; según cifras de (Agronet, 2025), los departamentos de Boyacá, Cundinamarca y Antioquia lideran la producción nacional, sumando aproximadamente 716.71 ha sembradas y una producción de 573.67 toneladas, lo que evidencia el alto potencial de este sistema productivo en el país.
Pese a este auge, el crecimiento del sector enfrenta restricciones técnicas críticas, especialmente durante la fase de vivero, las cuales comprometen la calidad de las plántulas y su posterior desempeño en campo. Una de las principales limitantes fisiológicas, desde el punto de vista de producción, del arándano es su sistema radicular: este se caracteriza por ser fino y carecer de pelos radicales funcionales, estructuras que en la mayoría de las plantas son esenciales para la absorción de nutrientes poco móviles como el fósforo, el nitrógeno y el potasio (Pescie et al., 2021). Esta carencia reduce drásticamente la eficiencia de absorción directa, haciendo que el cultivo dependa estrictamente de asociaciones simbióticas con micorrizas para optimizar la adquisición de nutrientes y garantizar su desarrollo (Carrillo et al., 2015) En el mercado actual se ofrece una amplia gama de inoculantes comerciales basados en estos microorganismos, persiste una brecha de conocimiento sobre su verdadera eficacia y
capacidad de colonización en el género Vaccinium. Gran parte de la incertidumbre radica en que muchos de estos productos están formulados con hongos micorrícicos arbusculares (HMA) genéricos, los cuales podrían no ser compatibles con las necesidades específicas de las raíces propias del arándano (Arvensis Agro, 2020).
En este contexto, la evaluación de diferentes fuentes de micorrizas bajo condiciones controladas se presenta como una estrategia biotecnológica fundamental. Y así determinar si estos productos logran establecer una simbiosis funcional que traduzca el potencial teórico en un vigor vegetal y una eficiencia nutricional, permitiendo así validar el comportamiento real de cada Cepa de micorriza.
3. JUSTIFICACIÓN
En Colombia el cultivo de arándano (Vaccinium corymbosum L.) se ha convertido en una de las alternativas frutícolas más prometedoras en el contexto agrícola actual, tanto a nivel mundial como en la comercialización interna del país. Su creciente demanda en mercados internacionales, asociada a su alto valor comercial y a sus reconocidas propiedades nutracéuticas, ha impulsado la expansión de este cultivo en regiones con condiciones agroclimáticas favorables, particularmente en zonas de trópico alto superiores a los 2.000 msnm (Roncancio, et al., 2022). En el caso colombiano, el sector ha mostrado un crecimiento sostenido durante los últimos años. Según el Instituto Colombiano Agropecuario (ICA, 2025), el país supera actualmente las 600 hectáreas establecidas y proyecta alcanzar 1.000 hectáreas en el mediano plazo, con expectativas de crecimiento anual cercanas al 20 % para 2026 y 2027. Estas proyecciones permitirían aproximarse a las 1.500 hectáreas cultivadas, consolidando al arándano como un renglón productivo estratégico dentro del sector frutícola nacional. Aunque las exportaciones entre
2024 y 2025 se mantuvieron alrededor de los US$3,1 millones, principalmente hacia Estados
Unidos, el gremio avanza en la apertura de nuevos mercados regionales con el propósito de fortalecer la competitividad y sostenibilidad del cultivo (PortalFrutícola., 2026) Sin embargo, este panorama alentador contrasta con una realidad estructural, la alta dependencia de material vegetal importado para el establecimiento de nuevas plantaciones. Esta situación no solo incrementa los costos de producción, sino que también limita el acceso de pequeños y medianos productores al cultivo, dificultando una expansión más equitativa del sector (Ballesteros Roncancio et al., 2019). En este sentido, fortalecer la producción nacional de plántulas de calidad se convierte en un desafío clave para garantizar el crecimiento proyectado y la autonomía productiva del país.
La fase de vivero desempeña un papel decisivo en este proceso. Es en esta etapa donde se define el vigor inicial de la planta, su capacidad de adaptación al trasplante y, en gran medida, su desempeño futuro en campo. Plántulas bien desarrolladas con sistemas radicales fuertes y equilibrados, tienen mayores probabilidades de sobrevivir al establecimiento y expresar su potencial productivo (Cavender & Bares., 2009). Por ello, optimizar las condiciones de manejo en vivero no es un aspecto secundario, sino una inversión estratégica en la calidad del cultivo. El arándano posee un sistema radicular fino y poco lignificado, por lo cual, esto nos indica que sus raíces cuentan con un grosor menor o igual a 2mm, característica que lo hace particularmente dependiente de interacciones con microorganismos benéficos del suelo. Entre estos, los hongos micorrícicos desempeñan un papel fundamental al establecer asociaciones simbióticas que amplían la superficie efectiva de absorción de nutrientes, especialmente fósforo y nitrógeno, y mejoran la eficiencia en el uso del agua (Jeffries et al., 2003). Esta relación natural puede representar una herramienta biotecnológica valiosa para fortalecer el desarrollo de plántulas en vivero.
Aunque la literatura científica respalda los beneficios de las micorrizas en distintos sistemas agrícolas, en Colombia aún es limitada la evidencia específica sobre su efecto en plántulas de arándano durante la fase de vivero bajo condiciones locales de trópico alto. Esta ausencia de información aplicada dificulta la toma de decisiones fundamentadas por parte de los productores y dueños de viveros (Bautista et al., 2017).
En este contexto, la presente investigación cobra relevancia, ya que busca generar conocimiento técnico que permita evaluar de manera objetiva el efecto de la aplicación de micorrizas en el desarrollo de plántulas de arándano. Para ello, se evaluaron cuatro tipos de micorrizas correspondientes a productos comerciales, con el propósito de comparar su eficiencia en la colonización radicular y su influencia en el crecimiento de las plántulas durante la fase de vivero. Los resultados podrán contribuir al fortalecimiento de viveros nacionales, mejorar la calidad del material vegetal disponible en el país y reducir la dependencia de importaciones. En consecuencia, este estudio no solo responde a una necesidad productiva inmediata, sino que también aporta a la consolidación de un modelo agrícola más autónomo y sostenible para el cultivo de arándano en Colombia.
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General
Evaluar el efecto de la aplicación de micorrizas en el desarrollo y crecimiento de plántulas de arándano en la variedad Emerald y Biloxi en fase de vivero, con el fin de determinar su influencia en la mejora de su desarrollo vegetativo y de calidad de las plántulas.
4.2. Objetivos Específicos
• Evaluar el efecto de la inoculación con hongos micorrícicos sobre el porcentaje
de colonización y desarrollo radicular de plántulas de arándano (Vaccinium corymbosum L.), Emerald y Biloxi, en fase de vivero. La razón es que el desarrollo radicular hace parte del crecimiento vegetativo.
• Comparar el efecto de diferentes fuentes comerciales de micorrizas sobre el
crecimiento y desarrollo de plántulas de arándano (Vaccinium corymbosum L.) en las variedades Emerald y Biloxi durante la fase de vivero.
5. MARCO TEÓRICO
5.1.
Generalidades del Arándano El arándano es un fruto ampliamente apreciado debido a su alto contenido de compuestos antioxidantes, lo que le confiere importantes propiedades nutricionales. En los últimos años, su consumo en fresco ha experimentado un notable incremento a nivel mundial, impulsado principalmente por los beneficios asociados a su ingesta para la salud humana. Botánicamente, el arándano corresponde a una planta arbustiva perteneciente al género Vaccinium de la familia Ericaceae, actualmente se considera un cultivo de gran relevancia económica dentro del sector frutícola (Rivadeneira, 2022).
Tabla 1. Clasificación taxonómica del arándano (Vaccinium corymbosum L.) Taxonomía Categoría
Reino Plantae División Magnoliophyta Clase Magnoliopsida Orden Ericales Familia Ericaceae Género Vaccinium Especie Vaccinium corymbosum L.
Fuente: (Schoch et al., 2020) El cultivo de arándano necesita unas condiciones adecuadas de suelo y clima, donde necesita suelos con un pH entre 4.0 y 5.5, bien drenados y con alto contenido de materia orgánica (Smith, et al., 2022). El arándano presenta características morfológicas particulares en sus órganos vegetativos y reproductivos. Su sistema radical es superficial, concentrándose aproximadamente el 80 % de las raíces en los primeros 40 cm del suelo. Estas raíces son finas y fibrosas y posee una escasez de pelos absorbentes. Entre la raíz y la parte aérea se encuentra la corona, estructura que permite la emisión de nuevos brotes. Además, las raíces suelen asociarse de manera natural con micorrizas, estableciendo una simbiosis que favorece el desarrollo vegetativo. Sin embargo, la planta es sensible al encharcamiento, especialmente en suelos pesados o con mal drenaje. Las hojas son simples, alternas y cortamente pediceladas, con forma elíptico-lanceolada y una longitud aproximada de 5 cm. Son caducas y su color varía de verde pálido a verde intenso según el cultivar, presentando bordes ligeramente dentados. Durante el otoño adquieren una coloración rojiza característica (García, et al., 2017).
Las flores pueden ser axilares o terminales y se agrupan en racimos de 6 a 10 por yema. Presentan una corola acampanada de color blanco, a veces con tonalidades rosadas, formada por 4
o 5 pétalos fusionados. Cada flor posee entre 8 y 10 estambres y un pistilo simple con ovario ínfero. La formación de yemas florales depende del grosor de la rama, el cultivar y la acción de reguladores de crecimiento. El fruto es una falsa baya esférica de 1 a 3 cm de diámetro y un peso aproximado de 0,5 a 4 g, que contiene entre 20 y 100 semillas. Durante la maduración cambia de color hasta alcanzar el característico tono azul. La epidermis está cubierta por una capa cerosa que le da un aspecto atractivo. El tamaño del fruto suele relacionarse con el vigor de la rama y su posición en la planta, siendo generalmente más grandes los frutos cercanos a las ramas y los que maduran primero (García, et al., 2017).
Tabla 2 Principales características diferenciales entre las variedades (Emerald y Biloxi). Principales diferencias entre variedades Características Biloxi Emerald Crecimiento Erecto y arbustivo Arbusto con mas crecimiento extendido Adaptabilidad en suelos Alta Poca Sabor Acido y dulce Sabor ligeramente acido Tamaño del fruto Grande Mediano Uso principal Exportación (larga distancia) Mercado fresco Fuente: (Casero, 2025)☐
5.2.
Propagación del arándano La propagación del arándano en Colombia se basa principalmente en la micropropagación
in vitro para garantizar plantas sanas, uniformes y certificadas, permitiendo una producción acelerada en viveros con variedades como Biloxi y Emerald (Barba & Romero, 2020). Aunque la propagación in vitro es el estándar industrial para exportación, también se utiliza la propagación convencional por esquejes, que requiere enraizantes, alto control ambiental y entre 6-8 meses para el enraizamiento (Mora, et al., 2024).
La propagación vegetativa utilizada tradicionalmente en arándano no es una opción para la producción masiva de material de siembra, ya que se requeriría una gran cantidad de plantas madre, debido a la pobre habilidad de enraizamiento de las estacas (Ostroluka, et al., 2007). El arándano puede ser propagado in vitro regenerando brotes a partir de segmentos de hoja, brotación directa de yemas a partir de estacas, tanto de plantas maduras como juveniles. Varios autores mencionan la obtención de gran cantidad de brotes utilizando las diferentes vías de regeneración de las plantas (Gomez, et al.,2013).
Debido a estas características morfológicas y a su tipo de raíz, el sustrato utilizado en el cultivo debe proporcionar un equilibrio adecuado entre capacidad de drenaje y retención de humedad, evitando la compactación y permitiendo el crecimiento adecuado de las raíces. En este contexto, es común utilizar sustratos de granulometría gruesa (entre 3 y 6 mm), los cuales favorecen la porosidad, la circulación de aire y el drenaje del agua, condiciones esenciales para el correcto funcionamiento del sistema radicular (Bago, 2023).
En Colombia, uno de los materiales más utilizados para la preparación de sustratos en la producción de arándano es la cascarilla de arroz, tanto quemada como cruda, debido a sus propiedades físicas que contribuyen a mejorar la estructura del sustrato, la aireación y el drenaje. La cascarilla de arroz, especialmente cuando se emplea quemada, proporciona una estructura ligera y porosa que evita la compactación del medio de crecimiento y facilita el desarrollo radicular. Con
frecuencia, este material se combina con otros componentes como viruta de pino, chips o fibra de coco de granulometría gruesa, escoria de carbón, materia orgánica y suelo, con el fin de lograr un balance adecuado entre retención de humedad y drenaje (Bago, 2023).
5.3.
Micorrizas Desde el aspecto etimológico el término micorrizas proviene del griego “Mykes” que significa hongo y del latín “rhiza” que tiene como significado raíz; lo que se ha llegado a determinar cómo el hongo en la raíz que se presenta en las plantas y suelos de manera simbiótica. Esta planta permite grandes beneficios a través del aumento de tasa fotosintética con el ajuste osmótico a la sequía y otros vinculados (Soto, et al., 2022).
Las micorrizas arbusculares son conceptualizadas como una agrupación a nivel ecológico que aparece en la interacción de los hongos del Phyllum Glomeromycota con cualquier planta de fruto, llegando a ser considerada como una alternativa para promover la agricultura de manera sustentable por cuanto produce efectos positivos en el ecosistema con la interacción que tiene el suelo, planta y medio ambiente (Cué & Torres, 2019). La interacción de los hongos de suelo se vincula con las raíces que tienen las plantas de manera simbiótica, por lo que se indica que se encuentra en el 80% de las plantas del ecosistema terrestre. Además, se indica que se encuentra conformado por dos grupos estructurales que son endomicorrizas y ectomicorrizas (Carrillo et al.,
2022).
La función principal de esta simbiosis se centra en el intercambio de nutrientes, la planta suministra al hongo el carbono obtenido mediante la fotosíntesis y en reciprocidad, el hongo
provee a la planta elementos fundamentales como fósforo y nitrógeno. Esta interacción otorga a las plantas micorrizadas una ventaja competitiva sobre las no micorrizadas, ya que mejora la capacidad de exploración y captación de nutrientes en el suelo. Como resultado, se incrementa la tolerancia al estrés ambiental y se fortalece la protección contra diversos patógenos (Carrillo et al.,
2022).
Los hongos micorrícicos arbusculares (HMA) pertenecen al filo Glomeromycota y establecen asociaciones simbióticas con las raíces de la mayoría de las plantas cultivadas y silvestres. En esta relación, el hongo coloniza el sistema radicular formando estructuras especializadas llamadas arbúsculos, que permiten el intercambio de nutrientes entre el hongo y la planta (Berruti et al., 2016). Gracias a esta interacción, las plantas pueden mejorar la absorción de nutrientes poco móviles en el suelo, especialmente fósforo, así como aumentar la captación de agua y mejorar su tolerancia a condiciones de estrés ambiental como sequía o suelos con baja fertilidad (Smith, et al., 2008).
Dentro de los principales géneros de micorrizas arbusculares utilizados en agricultura se encuentra Glomus, considerado uno de los más comunes en suelos agrícolas. Una de las especies más utilizadas en biofertilizantes es Glomus iranicum var. tenuihypharum, la cual se caracteriza por desarrollar una extensa red de hifas externas que incrementa la exploración del suelo y facilita la absorción de nutrientes como fósforo, nitrógeno y micronutrientes. Además, esta micorriza contribuye al desarrollo radicular y mejora la capacidad de la planta para adaptarse a condiciones de estrés hídrico o salino. Cuando se utiliza el término Glomus sp., se hace referencia al mismo género, pero sin identificar una especie específica, lo cual es común en estudios donde no se determina completamente la clasificación taxonómica del hongo (Smith & Read, 2008).
Otro género importante es Scutellospora, cuyos hongos se caracterizan por producir esporas de gran tamaño y estructuras especializadas llamadas escutelos. Estos organismos suelen encontrarse con mayor frecuencia en ecosistemas naturales y suelos poco perturbados, donde contribuyen significativamente a la absorción de nutrientes y al mantenimiento de la estructura del suelo. Aunque su colonización puede ser más lenta en comparación con otros géneros, desempeñan un papel relevante en la estabilidad ecológica del suelo (INVAM, 2023). De igual manera, el género Acaulospora incluye especies que producen esporas lateralmente a partir de la hifa madre. Estos hongos son especialmente comunes en suelos ácidos y en regiones tropicales, donde favorecen la absorción de fósforo y contribuyen a mejorar la tolerancia de las plantas frente a condiciones de estrés ambiental. Su presencia en la rizosfera es importante para el mantenimiento de la fertilidad biológica del suelo y para el crecimiento adecuado de diversos cultivos (Smith & Read, 2008).
Finalmente, el género Entrophospora se distingue por la formación de esporas dentro del cuello de la hifa, característica que lo diferencia de otros géneros de micorrizas arbusculares. Estos hongos también participan activamente en la nutrición mineral de las plantas, favoreciendo la absorción de nutrientes y contribuyendo al equilibrio microbiológico de la rizosfera. En conjunto, los diferentes géneros de micorrizas arbusculares desempeñan un papel fundamental en la productividad agrícola y en la sostenibilidad de los sistemas de cultivo, debido a su capacidad para mejorar la eficiencia en la absorción de nutrientes y fortalecer el desarrollo radicular de las plantas (Berruti et al., 2016).
5.4.
Micorrizas arbusculares Las micorrizas arbusculares son hongos del suelo que forman una simbiosis con las raíces de aproximadamente el 70-90% de las plantas terrestres, incluyendo la mayoría de los cultivos agrícolas. Se consideran un biofertilizante central para mejorar el crecimiento, nutrición y la tolerancia al estrés en sistemas sostenibles. Este tipo de micorrizas son llamadas endomicorrizas, las cuales estas entran por la raíz y forman arbusculos, los cuales son estructuras ramificadas las cuales ayudan al intercambio de nutrientes y también en ocasiones sirven como vesículas de almacenamiento (Palla, et al., 2020).
Tabla 3 Descripción y composición de los hongos micorrícicos comerciales implementados. Característica Micorrizas Sáfer® Micorrizas Campo Verde® Micorrizas MycoUp® Micorrizas Nativas (Micorrizar®) Composición del Inóculo Esporas, micelio y propágulos (raicillas colonizadas).
Propágulos infectivos: esporas, vesículas, hifas y fragmentos de raíz.
Ingrediente biológico:
Glomus iranicum var.
tenuihypharum.
Esporas de géneros nativos seleccionados.
Géneros Presentes Glomus sp., Scutellospora sp., Acaulospora sp., Entrophospora sp.
Glomus spp., Acaulospora spp., Entrophospora spp., Scutellospora spp.
Glomus iranicum var.
tenuihypharum.
Glomus, Acaulospora, Entrophospora y Gigaspora.
Concentración
300 esporas / gramo
de suelo.
150 - 300 esporas /
gramo de suelo.
~120 propágulos / gramo de sustrato.
No especificada (basada en estudios
UNAL).
Porcentaje de Colonización 70% en raíces.
Superior al 45%.
No especificado (efecto duradero).
No especificado.
Presentación y Aplicación No especificado (vida útil 24 meses).
Apto para diversos cultivos y condiciones agroecológicas.
Polvo mojable (WP) con partícula fina para sistemas de riego.
Bioproducto desarrollado para Vaccinium meridionale.
Beneficios Específicos Tolerancia a salinidad, suelos ácidos/básicos, compactación y protección contra patógenos.
Efectividad en amplio espectro de condiciones; alta capacidad de infección.
Regeneración de suelos por red de micelio, captura de CO2 y compatible con fertirriego.
Incremento de biomasa, absorción hídrica y resistencia a nemátodos.
Fuente: información tomada de: (Sáfer Agrobiológicos (2025); CREAGRO (s. f.); Corteva Agriscience (s. f.); UNAL / Lancheros (2012).)
6. ANTECEDENTES
Las micorrizas presentes en el suelo cumplen un papel fundamental en el desarrollo del sistema radical de las plantas, especialmente cuando se utilizan como complemento en la nutrición vegetal, ya que contribuyen a mejorar el crecimiento y la productividad de los cultivos. De acuerdo con (Bago,2023) quien ha desarrollado estudios durante más de 25 años sobre micorrizas y cultivos propagados in vitro, existe una relación directa entre estos hongos simbióticos y diversas especies vegetales. En el caso del arándano, esta interacción es particularmente importante con las micorrizas ericoides, las cuales se encuentran estrechamente asociadas con plantas pertenecientes a la familia Ericaceae, favoreciendo su desarrollo y adaptación en diferentes condiciones de suelo. Diversas investigaciones han evidenciado el efecto positivo de estas asociaciones simbióticas en el cultivo de arándano. (Bautista et al. 2017) señalan que en países como México se ha incrementado significativamente la siembra de arándanos, especialmente de la variedad Biloxi. En su estudio, realizado en condiciones de vivero, se evaluó material vegetal proveniente de propagación in vitro, lo que garantiza plantas con mejores condiciones fitosanitarias y mayor uniformidad genética, factores que favorecen la interacción con micorrizas. Durante la investigación se utilizaron diferentes cepas micorrícicas, entre ellas Vaccinium confertum, Gautheria sp. y Endospora. Los resultados mostraron que las plantas tratadas con el inóculo de Gautheria sp. presentaron un mejor desempeño en variables de crecimiento, tales como mayor altura de planta, mayor frecuencia de colonización micorrícica y mayor área foliar. De manera similar, (Ayala,2023) evaluó el efecto de distintas cepas de hongos micorrícicos en el cultivo de arándano variedad Biloxi en Lambayeque, Perú. Mediante un diseño experimental en el que se compararon micorrizas ericoides, endomicorrizas y ectomicorrizas, se determinó que la inoculación con la cepa ericoide favoreció significativamente el desarrollo vegetativo y
productivo de las plantas. Entre los resultados obtenidos se destacó un incremento en la altura de las plantas, alcanzando 75,8 cm, y un mayor rendimiento de 0,32 kg por planta en comparación con el tratamiento testigo y las demás cepas evaluadas. El estudio concluye que la aplicación de micorrizas específicas representa una alternativa biotecnológica viable para optimizar el crecimiento estructural y la productividad del arándano, al facilitar una mayor absorción de nutrientes esenciales.
Por otra parte, (Vega & Muñoz,1994) realizaron un estudio en distintas regiones de Chile con el objetivo de determinar el estado de la infección micorrícica en especies de la familia Ericaceae, incluyendo Vaccinium corymbosum y Vaccinium ashei. Los autores confirmaron que todas las especies analizadas presentaron colonización por micorrizas de tipo ericoide, además de identificar la presencia de micorrizas vesículo-arbusculares y ectomicorrizas en diferentes niveles de intensidad. El estudio destaca que esta simbiosis es fundamental para que las ericáceas puedan desarrollarse en suelos con baja disponibilidad de nutrientes, ya que los hongos micorrízicos proporcionan ventajas hídricas, nutricionales y sanitarias a la planta hospedante. Estos resultados resaltan la importancia de considerar la actividad simbiótica de los hongos en el establecimiento y manejo del cultivo de arándano en condiciones de campo.
7. METODOLOGÍA
El estudio se realizó en dos localidades, en la Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales (UDCA), localizada al norte de Bogotá del departamento de Cundinamarca, con coordenadas 4°47’58°N 74°02’48°W y una altitud promedio de 2.670 msnm y en el municipio de Villapinzón del departamento de Cundinamarca, en la finca Arándanos de San Antonio con coordenadas 5°18'39.8"N 73°36'30.1"W y una altitud promedio de 2.871 msnm. El experimento
se llevó a cabo en las dos localidades bajo condiciones de invernadero e irrigación controlada por microaspersión.
Figura 1. Instalaciones de las localidades en donde se establecieron los tratamientos a (vivero de la U.D.C.A) b (vivero de la finca San Antonio) Fuente: Autores
Objetivo específico 1. Evaluar el efecto de la inoculación con hongos micorrícicos sobre el crecimiento vegetativo y desarrollo radicular de plántulas de arándano (Vaccinium corymbosum L.), Y así determinar qué variedad vegetal Emerald o Biloxi, presenta mayor respuesta en fase de vivero.
La inoculación con hongos micorrícicos se evaluó en dos tipos de variedades en plantas de arándano Plántulas de la variedad Biloxi y Emerald, para evaluar la capacidad de crecimiento vegetativo y desarrollo de raíces adventicias en la especie de arándano (Vaccinium corymbosum L.).
El material vegetal utilizado en el ensayo correspondió a plántulas de arándano de las variedades Biloxi y Emerald, obtenidas mediante propagación in vitro, lo cual permitió contar con plantas con mayor uniformidad genética y adecuadas condiciones fitosanitarias. Antes de su establecimiento en el sistema experimental, las plántulas pasaron por una fase de aclimatación, proceso mediante el cual las plantas se adaptan gradualmente a las condiciones ambientales
externas luego de haber sido desarrolladas en ambientes controlados de laboratorio. Esta etapa es fundamental para garantizar su adaptación, supervivencia y adecuado desarrollo bajo condiciones de campo.
Una vez finalizado este proceso de aclimatación, las plántulas fueron utilizadas para el desarrollo del ensayo y establecidas el 4 de abril de 2024 en la finca Arándanos San Antonio, ubicada en el municipio de Villapinzón, Cundinamarca, en las coordenadas geográficas 5°18’35’’ N y 73°36’23’’ O.
El mismo día de la recolección del material vegetal, y previo al proceso de inoculación con micorrizas, se llevó a cabo la preparación del sustrato empleado en el experimento. Este estuvo conformado por cascarilla de arroz quemada y turba, en una relación 2:1, respectivamente. La mezcla fue homogenizada cuidadosamente y utilizada para el llenado de bolsas de semillero con capacidad de 3 L.
Una vez preparado el sustrato, se efectuó la selección de las plántulas destinadas al establecimiento del ensayo. Seguidamente, se realizó la inoculación de los tratamientos con hongos micorrícicos aplicados en diferentes cantidad de esporas por producto comercial, de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Finalmente, las plantas inoculadas fueron establecidas en las bolsas previamente acondicionadas con el sustrato, con el fin de iniciar las evaluaciones correspondientes al experimento.
Los tratamientos se describen en la tabla 4.
Tabla 4. Descripción de los tratamientos con hongos micorrícicos evaluados para el desarrollo vegetal y enraizamiento de las plantas arándano (Vaccinium corymbosum L.). Localidad Tratamiento y dosis # Repeticiones # Plantas / rep Total, plantas
U.D.C. A
1. Safer
® Micorrizas (10g/bolsa)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
2. Campo
Verde ® (10g/bolsa
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
3.
Mycoup® (0,3g/L)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
4.
Micorrizas Nativa ® (10g/bolsa)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
5. Sin
inoculacion de micorrizas
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
Finca San Antonio
1. Safer
®Micorrizas (10g/bolsa)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
2. Campo
Verde® (10g/bolsa
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
3.
Mycoup® (0,3g/L)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
4.
Micorrizas Nativa® (10g/bolsa)
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
5. Sin
inoculacion de micorrizas
3
8
24
Biloxi
24
Emerald
La inoculación de los hongos micorrícicos se realizó mediante la exposición directa del sistema radicular de las plántulas al inoculante correspondiente. Para ello, cada plántula fue retirada cuidadosamente del sustrato, dejando el sistema radicular temporalmente expuesto. De manera paralela, se dispuso en un recipiente independiente la cantidad correspondiente de
micorriza para cada tratamiento.
En los tratamientos que emplearon los productos comerciales Safer ®, Nativa ® y Campo Verde ®, se aplicó una dosis de 10 g de inoculante por planta. El sistema radicular de cada plántula fue introducido en el recipiente que contenía el producto con el fin de favorecer la adhesión de las esporas al tejido radicular. Una vez realizado este procedimiento, las plántulas fueron replantadas en las bolsas con el sustrato previamente preparado.
En contraste, para el tratamiento con el producto MycoUp ®, el método de inoculación difirió debido a las características de formulación del producto. Este inoculante está diseñado para ser diluido en agua, formando una suspensión homogénea, la cual fue aplicada mediante riego dirigido al sustrato, permitiendo que el hongo micorrícico se incorpore al medio y alcance el sistema radicular de las plantas.
Figura 2. Inoculación de las plántulas con las micorrizas establecidas (Mycoup ®, Campo verde ®, Safer ®, Nativa ®).
Fuente: Autores
Una vez realizada la siembra e inoculación de los tratamientos, se procedió al establecimiento del experimento en vivero en la finca Arándanos de San Antonio. En esta etapa se efectuó la aleatorización de los tratamientos y sus respectivas repeticiones, con el fin de garantizar una distribución experimental adecuada.
Para cada localidad experimental se destinaron 24 plantas por tratamiento y por variedad, lo que correspondió a un total de 240 plantas por localidad. En total, se utilizaron 480 plantas de arándano (Vaccinium corymbosum L.) para el desarrollo del ensayo. El material vegetal correspondiente a la segunda localidad fue trasladado al vivero de la U.D.C.A. Para el transporte de las plántulas, estas fueron organizadas en canastillas, con el propósito de evitar daños mecánicos en las plantas y la pérdida de sustrato durante el trayecto.
Figura 3. Montaje de las plántulas inoculadas en las dos localidades a (Finca San Antonio) b (U.D.C.A) Fuente: Autores
Objetivo específico 2. Comparar el efecto de diferentes fuentes comerciales de micorrizas sobre el crecimiento y desarrollo de plántulas de arándano (Vaccinium corymbosum L.) en las variedades Emerald y Biloxi durante la fase de vivero. Se evaluó el efecto de la inoculación de cuatro fuentes de hongos micorrícicos arbusculares, microorganismos del suelo que establecen una simbiosis beneficiosa con las raíces del 80% de las plantas, comparando los diferentes tipos de productos como Safer ® que se consolida como un bioestimulante radicular que permite incrementar la productividad y reducir el uso de fertilizantes, comparado con el producto comercial Mycoup ®, Inoculante microbiano
basado en el Hongo Formador de Micorrizas Arbusculares (HMA) Glomus iranicum var. tenuihypharum.
La tercera fuente de micorrizas fue Campo verde ® producto formador de micorrizas arbusculares (HMA) de los géneros Glomus spp, Acaulospora spp, Entrophosfora spp, y Scutellospora spp. Otra de las fuentes evaluadas fue Nativa la cual está compuesta por cinco especies de cuatro géneros de hongos formadores de micorrizas arbusculares. Las dosis de los hongos micorrícicos evaluados fueron: 10 gramos por planta en los productos Safer ®, Campo verde ®, y Nativa ®, en Mycoup ® la dosis fue de 0,3 g por litro debido a las instrucciones de aplicación siendo estas las dosis recomendadas por el fabricante para las plantas de arándano. Como control, se evaluó un tratamiento sin aplicaciones esto con el fin de observar diferencias con los tratamientos que tienen diferentes aplicaciones para promover el crecimiento vegetativo y desarrollo radicular.
Para el desarrollo de la experimentación se evaluaron 5 tratamientos y 3 repeticiones por tratamiento en la variedad Biloxi y Emerald, para un total de 30 unidades experimentales para cada localidad, Cada unidad experimental estuvo compuesta por 48 plantas. El manejo agronómico y cuidado de las plantas para las dos variedades, se realizó de la misma forma. Luego de seleccionar y preparar las plantas de las dos variedades y de tenerlas en la localidad de la U.D.C.A, se establecieron en el vivero y se realizó un cubículo totalmente independiente con el fin de no tener interferencias en los resultados del desarrollo de las plantas. Por consiguiente, se realizó el diseño experimental fue un diseño completamente al azar con 3 repeticiones por tratamiento.
Figura 4. Montaje de las plántulas inoculadas en el vivero de la Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales (U.D.C.A) Fuente: Autores
Finalmente, para el desarrollo adecuado de las plantas se aplicaron los fertilizantes suministrados por el propietario de la finca, siguiendo el plan nutricional que se le daban a estas plantas con fines comerciales. No se dispuso de información detallada sobre su composición química ni sobre su origen comercial, dado que esta información fue reservada por el productor por motivos de confidencialidad comercial.
Las aplicaciones de fertilizante se iniciaron desde el lunes 8 de abril de 2024, las cuales se prepararon de la siguiente manera: para la preparación de las soluciones nutritivas correspondientes a la Bolsa A y Bolsa B, se calculó la concentración de fertilizante en gramos por litro (g/L) dividiendo la cantidad total de fertilizante entre el volumen total de agua empleado. En la Bolsa A se disolvieron 350 g de fertilizante en 250 L de agua, obteniendo una concentración de 1,4 g/L . En la Bolsa B se disolvieron 800 g en 250 L de agua, alcanzando una concentración de 3,2 g/L . Posteriormente, a partir de estas soluciones madre, se realizó la dilución para la solución de trabajo, determinando que se requerían aproximadamente 76 mL de solución madre por cada litro de agua para alcanzar la conductividad eléctrica objetivo de 6,42 mS/cm. Este procedimiento permitió estandarizar la concentración y asegurar una dosificación uniforme de nutrientes durante
el manejo del cultivo en vivero.
Figura 5. Fertilización aplicada a las plantas a base de los productos y solución madre recomendados.
Fuente: Autores
El 23 de septiembre se concluyó el experimento con el levantamiento del proyecto y la toma de medidas necesarias para el análisis estadístico. Las variables de respuesta se tomaron 172 días después de la siembra aproximadamente y se llevaron a cabo las siguientes evaluaciones: En primer lugar, se realizó la selección aleatoria de las plantas correspondientes a cada tratamiento experimental. Para cada tratamiento se estableció un total de 24 plantas, distribuidas en tres repeticiones de 8 plantas cada una.
Con el fin de garantizar un adecuado seguimiento del ensayo, se llevó a cabo un registro individual de cada planta, identificando el tratamiento y la repetición correspondiente. Este procedimiento permitió realizar el monitoreo y la toma de datos de las variables evaluadas durante el desarrollo del experimento.
Longitud radicular El método implementado para evaluar la longitud y desarrollo de las raíces en las plantas fue el siguiente, las raíces fueron separadas cuidadosamente de la parte aérea de la planta desde la
zona basal, eliminando residuos de sustrato mediante un lavado suave con agua para evitar pérdida de tejido radicular. Por consiguiente, se midió la longitud de la raíz más larga, con ayuda de una regla en un fondo blanco, asegurando precisión en cada dato tomado. Por consiguiente, las raíces fueron cortadas cuidadosamente desde la parte basal de la planta y almacenadas individualmente con su respectiva información de planta variedad y tratamiento en bolsas de papel, para finalizar con los datos restantes para el análisis.
Figura 6. Muestreo destructivo en la variable longitud de raíz, raíces de arándano (Vaccinium corymbosum) previamente lavadas para el seguimiento de las demás variables. Fuente: Autores
Longitud foliar El método implementado para evaluar la longitud foliar en las plantas consistió en medir el tallo completamente desarrollado de mayor tamaño en cada plántula, utilizando una regla milimetrada sobre un fondo blanco, con el fin de garantizar precisión y uniformidad en la toma de datos. La medición se realizó desde la base del pecíolo hasta el ápice de la lámina foliar, asegurando que la hoja estuviera completamente extendida al momento del registro. Posteriormente, las hojas evaluadas fueron recolectadas cuidadosamente y almacenadas de manera individual en bolsas de papel debidamente rotuladas con la información correspondiente a número de planta, variedad y tratamiento, con el propósito de conservar la trazabilidad de las muestras y
facilitar el registro de los datos para el análisis posterior.
Figura 7. Muestreo destructivo en la variable longitud foliar, plantas de arándano (Vaccinium corymbosum).
Fuente: Autores
Número de brotes de basales Para la evaluación del número de basales, se realizó un conteo directo de los basales emergidos desde la parte basal del tallo principal en cada planta. Se consideraron únicamente aquellos basales visibles, bien formados y con crecimiento activo al momento de la medición, garantizando así uniformidad en el criterio de registro. El conteo se efectuó de manera individual por planta, registrando la información correspondiente a número de planta, variedad y tratamiento, con el fin de asegurar la correcta identificación de los datos y facilitar su posterior análisis estadístico.
Masa seca de raíz y Masa seca foliar Para la determinación de la masa seca de raíz como se mencionaba anteriormente, cada muestra fue identificada individualmente según número de planta, variedad y tratamiento, y
colocada en bolsas de papel previamente rotuladas. Las muestras se llevaron a un horno de secado a una temperatura constante de 70 °C durante 48 horas hasta alcanzar la deshidratación total de la raíz y obtener un peso seco constante. Finalmente se registró el peso seco utilizando una balanza analítica de precisión, expresando los resultados en gramos (g) para su posterior análisis estadístico.
Figura 8. Muestreo destructivo en la variable masa seca de raíz y foliar, plantas de arándano (Vaccinium corymbosum) previamente sometidas al horno a 70 °C durante 48 horas. Fuente: Autores
Identificación de micorrizas en raíces El proceso de identificación de estructuras micorrícicas en el sistema radicular del arándano se llevó a cabo mediante un protocolo de aclaramiento y tinción secuencial, en donde se obtuvieron 2 muestras por raíz evaluada. Inicialmente, las raíces fueron sometidas a un lavado exhaustivo con agua destilada para asegurar la eliminación total de sustrato y partículas externas. Posteriormente, se seleccionaron y seccionaron raíces de orden inferior (secundarias y terciarias); esta selección es fundamental para garantizar un espesor mínimo que facilite la penetración de los reactivos y evite distorsiones ópticas durante la observación microscópica. Para la fase de aclaramiento, las muestras se sumergieron en una solución de hidróxido de potasio (KOH) durante un periodo de siete días. Este tratamiento alcalino permitió la
despigmentación homogénea de los tejidos y la degradación de los protoplastos celulares. Tras este periodo, se realizaron de dos a cuatro lavados con agua destilada para eliminar los residuos de KOH. Acto seguido, se procedió a la neutralización del tejido mediante un lavado ácido empleando vinagre, paso crítico para revertir la coloración rojiza oscura provocada por la reacción del KOH con los compuestos fenólicos de la raíz, devolviendo al tejido la claridad necesaria para la lectura interna.
Finalmente, se realizó la tinción de las estructuras fúngicas adicionando azul de lactofenol durante una hora, permitiendo que el colorante se fijará en las hifas, vesículas y arbúsculos del hongo. Tras un lavado final para remover el exceso de tinte, las raíces se preservaron en glicerina al 85%, agente que asegura la hidratación del tejido y optimiza el contraste durante el montaje definitivo en láminas portaobjetos para su análisis bajo el microscopio.
El procedimiento para la visualización de las estructuras fúngicas a través del microscopio fue basado en la técnica de tinción de raíces colonizadas por hongos micorrícicos arbusculares (HMA) (Burridge, 2018). Para asegurar la calidad de las muestras, se realizó la limpieza mediante el uso de hidróxido de potasio (KOH). Este proceso permitió la eliminación de pigmentos y contenidos citoplasmático en las raíces de V.corymbosum, facilitando la transparencia del tejido. Posteriormente se agregó 10% de KOH (p/v) a cada recipiente, asegurándose de que la muestra esté completamente cubierta y de que el líquido no llene más de la mitad del recipiente. Para las raíces extraídas en campo, se procedieron a dejar remojar el tejido durante 7 días a temperatura ambiente, una vez pasado este tiempo de remojo, se alcanzó a observar como el KOH se vuelve rojo durante todo este tiempo, lo que indica que los taninos han abandonado el tejido y se han disuelto (Burridge, 2018).
Figura 9. Reposo de raíces durante 7 días con KOH para lograr una despigmentación homogénea en todas las raíces Fuente: Autores
Figura 10. Lavado y enjuague de raíces para limpiarlas dedo exceso de KOH para posteriormente aplicar azul de lactofenol y lograr teñir las estructuras de micorrizas. Fuente: Autores
Figura 11. Montaje de placas para ser analizadas con el microscopio. Fuente: Autores En el montaje de placas que se llevaron a cabo para realizar el análisis bajo microscopio, se tuvo como uso entre 2 y 3 muestras de 5mm aproximadamente cada fragmento de raíz, gracias a implementar este método se pudo analizar la mayor cantidad de raíces y así tener más valores en donde se pudo analizar si dicho estudio tuvo resultados positivos o negativos.
Figura 12. Raíces montadas en láminas portaobjetos para ser analizadas bajo el microscopio, de 2 a 5 segmentos de raíz.
Fuente: Autores
Finalmente se realizó el análisis bajo el microscopio, en donde se tomaron las muestras de
raíces e iban siendo leídas bajo el campo de visión del microscopio, el cual se realizó con el objetivo 40X, esto con el fin de llevar a cabo un conteo sobre las estructuras que fueron posible observar de micorrizas. Para obtener un porcentaje de colonización por muestra de raíz de 5mm aproximadamente, se alcanzaron a observar estructuras tales como vesículas arbusculares, hifas, esporas, etc. una vez se tuvo el número de estructuras se utilizó la siguiente fórmula:
N de campos positivos: todo campo en el cual se evidenciaba alguna estructura de micorriza.
N total de campos: Todos los campos observados bajo el microscopio Ya una vez obtenido el porcentaje de colonización se evidenció como se realizó la asociación simbiótica la cual se tenía como objetivo la inoculación en cada raíz de las plantas tratadas.
Figura 13. Esporas encontradas en raíces de arándano var. Emerald en la localidad de Villapinzón con un aumento de 400X. Planta inoculada con HMA de Mycoup. Fuente: Autores
En la figura 16 se evidencian estructuras características de micorrizas arbusculares como lo son las esporas. La presencia de estas estructuras durante la observación microscópica indica
que el proceso de inoculación fue exitoso, lo que sugiere que el microorganismo logró establecer una asociación simbiótica con la raíz de la planta, generando efectos positivos respecto a la hipótesis planteada inicialmente.
Finalmente, el procesamiento y análisis de la información se realizó utilizando el software estadístico R (R Core Team, 2023), a través de la Interfaz Gráfica de Usuario RStudio (Posit Team, 2023). El experimento se estableció bajo un diseño completamente al azar, con tres repeticiones por tratamiento, garantizando así una adecuada distribución de las unidades experimentales. Previamente al análisis, los datos fueron sometidos a pruebas de supuestos estadísticos, especialmente normalidad y homogeneidad de varianzas, con el din de verificar la validez del modelo. Posteriormente, se aplicó un análisis de varianza (ANOVA) para determinar la existencia de diferencias significativas entre tratamientos. Cuando se evidenciaron diferencias significativas (p<0,05), se realizó la prueba de comparación múltiple de medias de Tukey, lo que permitió identificar de manera precisa las diferencias entre los tratamientos evaluados.
8. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En el presente apartado se exponen los resultados obtenidos a lo largo del proceso investigativo, los cuales se presentan de manera gráfica con el fin de facilitar su interpretación y análisis. Las gráficas permiten evidenciar con claridad los datos arrojados por el estudio estadístico previamente realizado.
Como se mencionó anteriormente, la investigación tuvo como propósito analizar el comportamiento de dos variedades diferentes las cuales fueron inoculadas con micorrizas en dos localidades distintas, no con el fin de tener una comparación entre localidades sino tener una base
de resultados más amplia: una en la Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales (UDCA) y la segunda unidad experimental en la finca Arándanos de San Antonio, Villapinzón Cundinamarca. En las gráficas se observaran las siguientes abreviaturas para los tratamientos: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
8.1.
Porcentaje de colonización La Figura 17. Muestra porcentaje de colonización (%) en función de tratamientos (micorrizas) y variedad.
Figura 14. Porcentaje de colonización en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
Fuente: Autores De acuerdo con las gráficas (a y b), se puede evidenciar el comportamiento de las diferentes micorrizas aplicadas en las variedades evaluadas en las localidades de la U.D.C.A y Villapinzón. Estas gráficas muestran el porcentaje de colonización obtenido a partir del conteo de estructuras micorrícicas observado bajo microscopio. Según el análisis estadístico realizado, se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos. En la localidad de la U.D.C.A, el tratamiento testigo en ambas variedades no presentó porcentaje de colonización, lo cual era esperable debido a que no se realizó ninguna aplicación de micorrizas. Por otro lado, al analizar la gráfica correspondiente a la localidad de Villapinzón, se observa que el tratamiento testigo en ambas
variedades sí presentó cierto porcentaje de colonización. Este resultado podría explicarse ya que el sustrato utilizado al momento de establecer las plántulas de arándano ya contenía algunas estructuras micorrícicas. Estas estructuras pudieron mantenerse durante un tiempo en el sustrato y posteriormente establecer cierto grado de simbiosis con las raíces de la planta. Por otro lado, se puede apreciar que el porcentaje de colonización en la variedad Biloxi de la localidad U.D.C.A los tratamientos (Campo verde ®, Nativa ®, Safer ®) presentan un promedio de 50 %, a diferencia de la variedad Emerald, en la cual se evidencian diferencias entre tratamientos obteniendo un porcentaje mayor de inoculación en los tratamientos con (Safer ® y Nativa ®) destacando valores promedio del 70%.
En contraste con la localidad de Villapinzón, el porcentaje de colonización en la variedad Biloxi muestra un promedio del 60% relativamente similar en todos los tratamientos, excepto en el testigo, el cual presenta un valor menor, debido a lo mencionado anteriormente. Por otra parte, en la variedad Emerald se observa una fluctuación en los porcentajes de colonización, donde varían del 30% al 60% de colonización micorrícica.
A diferencia de estudios realizados por (Bautista et al., 2017) los cuales se basan en las fuentes de inóculo, en donde lograron colonización micorrícica utilizando propágulos provenientes de Glomus sp y Aclaurosporas, una especie nativa en la mayoría de los suelos de Boyacá. En su estudio, después de seis meses se observó que las raíces del cultivar Vaccinium meridionale se alcanzaron a encontrar 526 esporas/g de suelo. Presentaron colonización micorrízica, aunque en niveles relativamente bajos a diferencia de nuestros estudios realizados en la colonización donde se obtuvieron porcentajes promedios superiores al 30%.
8.2.
Longitud radicular La figura 18, muestra la longitud radicular (cm) en función de los tratamientos (micorrizas) y variedad.
Figura 15. Longitud radicular medido en (cm) en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
Fuente: Autores
Acorde con la gráfica 18 en las dos localidades se observan diferencias significativas. En la imagen a. de la localidad de la U.D.C.A se puede observar como la longitud radicular para el tratamiento MCP (Mycoup ®) de la variedad Biloxi representado con la letra “a” presentó una longitud radicular promedio cercana a los 16 cm. Por otro lado, el tratamiento CV (Campo Verde ®) de la variedad Biloxi representado con la letra “b” también presentó diferencias significativas con un promedio de 11 cm. Siendo este el valor más bajo dentro de los datos de todos los tratamientos, el restante de tratamientos de la variedad Biloxi y Emerald comparte información del grupo “a” y “b”.
Para la localidad de Villapinzón se evidencia dos grupos significantes “a” y “b” donde el tratamiento MCP (Mycoup ®) de la variedad Biloxi obtuvo el valor mayor, cercano a los 17 cm e identificado con la letra “a” mientras que todos los tratamientos de la variedad Emerald presentaron diferencias significativas correspondiente a la letra “b”.
El incremento en la longitud foliar promovido por Mycoup ® concuerda con lo expuesto por (Scagel et al.,2020), quienes sostienen que la inoculación con micorrizas compatibles es determinante para superar las limitaciones de absorción del arándano. Estos resultados refuerzan la importancia de seleccionar inoculantes con alta afinidad biológica, ya que la expansión del sistema radicular es el primer paso hacia una mayor eficiencia nutricional en el cultivo. En estudios realizados por (Nicolás et al., 2015) en la vid Crimson, mencionan que el uso del hongo micorrízico arbuscular (Glomus iranicum var. tenuihypharum sp. nova) colonizo satisfactoriamente las raíces, mejorando el estado hídrico de las plantas, indujo una mejora en el rendimiento fotosintético que incrementó la eficiencia del uso del agua, promovió la absorción de fósforo (P), potasio (K) y calcio (Ca) y condujo a una movilización de las reservas de almidón en el ápice durante el invierno, lo que posiblemente fue responsable de mejorar el desarrollo radicular.
Figura 16. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas y mejor desarrollo radicular, a (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Mycoup) b (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Nativa) Fuente: Autores
a b
8.3.
Longitud Foliar La figura 20, muestra la longitud foliar en (cm) en función de los tratamientos (micorrizas) y variedad.
Figura 17. Longitud Foliar en localidades a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
Fuente: Autores
Como según se observa en la figura 20 a de la localidad U.D.C.A es claro evidenciar como la longitud foliar para el tratamiento MCP (Mycoup ®) de la variedad Biloxi el cual está representado por la letra ¨a¨ presento la mayor longitud foliar con un promedio de 51 cm. No obstante, el tratamiento NTV (Nativa®) de la variedad Biloxi representado con la letra ¨b¨ presento diferencias significativas obteniendo una longitud foliar promedio de 40 cm, claramente siendo este el valor más bajo respecto a los demás tratamientos. En contraste con la localidad de Villapinzón se evidencian dos grupos significantes los cuales son el grupo ¨a¨ y ¨b¨, en donde se identifica que la mayor longitud foliar fue liderada por el tratamiento CV (campo verde ®) de la variedad Biloxi obteniendo una longitud aproximada de 41 cm, en cambio para la variedad Emerald en el tratamiento NTV (Navtiva ®) identificado con la letra ¨b¨ presento los valores más bajos cercanos a 24 cm de longitud foliar.
Acorde con los estudios realizados por (Dell’Amico et al., 2021) en tomate (Solanum lycopersicon) la inoculación del hongo micorrícico arbuscular Glomus iranicum var. Tenuihypharum, siendo este el ingrediente activo de (Mycoup ®) mostró una alta compatibilidad con las variedades de tomate evaluadas. La asociación simbiótica establecida entre el hongo y las raíces de las plantas favoreció mejoras significativas en el rendimiento y la producción. Estos efectos se atribuyen principalmente a una optimización del funcionamiento fisiológico de las plantas, reflejada en un incremento de la actividad fotosintética y en una mayor longitud foliar.
Figura 18. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas con mayor longitud foliar, a (variedad Emerald - inoculada con micorriza Mycoup) b (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Mycoup) c (variedad Biloxi - inoculada con micorriza Safer) Fuente: Autores
a b c
8.4.
Número de brote de basales La figura 22, muestra el número de basales en función de los tratamientos (micorrizas) y variedad.
Figura 19. Numero de basales en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) . Numero de basales en localidades: a (U.D.C.A); b (Villapinzón) Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald. Fuente: Autores De acuerdo con la Figura 22, se evidencian diferencias significativas en las dos localidades evaluadas. En la localidad de U.D.C.A., para la variedad Biloxi, el tratamiento que presentó el menor número de brotes de basales fue la micorriza Campo Verde ®, con un promedio cercano a 1, identificado estadísticamente con la letra “c”. Por el contrario, en la variedad Emerald, el tratamiento que registró el mayor número de brotes de basales fue el testigo sin aplicación de micorrizas, con un promedio aproximado de 3. Este resultado sugiere que, en ausencia de inoculación micorrícica, la planta puede presentar una mayor emisión de brotes basales. En la localidad de Villapinzón, se identificó un comportamiento diferencial respecto a los demás tratamientos. En este caso, la aplicación de la micorriza Mycoup® no mostró influencia en la producción de brotes basales, ya que el promedio registrado fue cercano a 0. En un estudio realizado en avellano (Corylus avellana), la inoculación con este hongo incrementó la actividad fotosintética y el crecimiento vegetativo, además de mejorar el rendimiento del cultivo; sin embargo, los efectos observados se relacionaron principalmente con el funcionamiento fisiológico
y el desarrollo de la planta, más que con cambios específicos en la estructura de basales. Cuando el crecimiento es adecuado significa que el manejo nutricional es correcto, ya que un buen plan de nutrición se refleja en el crecimiento de nuevos brotes (Luciani et al., 2019)
Figura 20. Plantas de arándano inoculadas con micorrizas con mayor número de basales, a (variedad Emerald - inoculada con micorriza Campo verde ®) b (variedad Biloxi inoculada con micorriza Safer ®) Fuente: Autores
8.5.
Masa seca de raíz La figura 24. muestra la masa seca en (g) en función de los diferentes tratamientos (micorrizas) y localidades evaluadas.
Figura 21. Masa seca de raíz en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
Fuente: Autores
a b
De acuerdo con los resultados presentados en la Figura 24. (a), el comportamiento de la masa seca radicular en la localidad de la U.D.C.A. no mostró variaciones de relevancia entre los tratamientos evaluados. El análisis de varianza (ANOVA) confirmó la ausencia de diferencias estadísticamente significativas (p > 0.75), con un peso promedio constante de 1,2 g para los tratamientos. Por el contrario, en la localidad de Villapinzón figura b, estadísticamente se encuentran diferencias significativas acorde con la variedad y tratamiento. Vemos como en la variedad Biloxi se registró los índices de masa seca radicular más altos, destacándose el tratamiento Campo verde ® con un peso de 1,6 g. En el extremo opuesto, el tratamiento Safer ® presentó el desempeño más bajo en esta localidad, con un peso de 1,0 g. En cambio, en la variedad Emerald esta presentó una acumulación de biomasa sensiblemente inferior a la de Biloxi. El valor mínimo se reportó en el tratamiento con Micorrizas Nativas ®, alcanzando apenas 0,4 g. El valor máximo que se reporto fue de Mycoup ®, alcanzando 0,8g.
Diversos estudios han demostrado que las micorrizas arbusculares pueden incrementar la absorción de nutrientes por parte de las raíces, así como la concentración de estos en los tejidos vegetales (Smith et al., 1979). Estos antecedentes permiten interpretar los resultados obtenidos en el presente estudio, en el cual se registró un incremento significativo en el peso de las raíces evaluadas.
8.6.
Masa seca foliar En la figura 25. Muestra peso seco en gramos (g) en función de los tratamientos (micorrizas) y variedad.
Figura 22. Masa seca de raíz en dos variedades de arándano en las localidades U.D.C.A (a) y Villapinzón (b). Tto: CV. Campo Verde ®, MCP. Mycoup ®, NTV. Nativa ®, SFR. Safer ®, TTG. Testigo, Blx. Biloxi, Emrd. Emerald.
Fuente: Autores La inoculación con hongos micorrízicos arbusculares (HMA) en el cultivo de arándanos (Vaccinium corymbosum) busca optimizar la captación de nutrientes de baja movilidad. No obstante, la presencia de diferencias significativas en el peso seco foliar, tras un Análisis de Varianza (ANOVA) puede atribuirse a diversos factores fisiológicos y experimentales. Se puede apreciar como en figura 25 (a) se registró un desarrollo foliar superior en el tratamiento testigo, alcanzando un peso seco máximo de 20 g. Este valor superó notablemente a los demás tratamientos evaluados, en particular el tratamiento con Safer ® presentó el desempeño más bajo con aproximadamente 13 g. Es importante resaltar que este resultado en la variedad Biloxi contrasta con el comportamiento del mismo tratamiento aplicado a la variedad Emerald, donde la respuesta de biomasa fue distinta.
En la figura 6 (b) la variedad Biloxi mostró una tendencia diferente. El peso seco foliar más alto se situó en los 3,5 g, destacándose por encima del resto de los tratamientos evaluados. En contraposición, el tratamiento con Micorrizas Nativas ® obtuvo el índice de biomasa más reducido, registrando apenas 2,2 g. Si observamos la variedad Emerald, podemos ver como estos pesos tienen una variación significante, en donde el mayor peso es de 4,2 g el cual corresponde al
testigo, y el que posee menor peso son las pantas tratadas con las micorrizas nativas ® las cuales tuvieron un peso de 1,9 g.
Por otro lado, también podemos decir que el arándano pertenece a la familia Ericaceae, la cual requiere predominantemente micorrizas ericoides (Hymenoscyphus ericae) en lugar de las arbusculares comunes. Si se utilizaron inóculos genéricos, la eficiencia en la translocación de nitrógeno y biomasa suele ser limitada (Berruti et al., 2016). Además, el peso seco foliar es un indicador de mediano plazo, es posible que el periodo de evaluación fuera insuficiente para que la simbiosis se refleja en el crecimiento vegetativo aéreo.
Estudios realizados por Cenicafe, han demostrado que las micorrizas arbusculares favorecen el crecimiento y nutrición de las plantas, en donde también se llega a evidenciar como estas cuentan con una alta disminución con la interferencia por arvenses (França et al., 2016). También demostraron como las micorrizas ayudan con el crecimiento foliar de la planta, esto dado por la cantidad de nutrientes que absorben las raíces y estos llegan a estar almacenados en los tejidos vegetales (Gómez, & Villate, 2010). Estos resultados los podemos ver en las plantas de arándano tratadas en la localidad de la U.D.C.A puesto que estás cuentan con un peso aproximado de 20 g. En comparación de las plantas de Villapinzón contamos con pesos promedios de 3,8 g en todos los tratamientos.
9. CONCLUSIONES
La micorriza comercial MycoUp ® (MCP) se consolidó como el tratamiento más efectivo para potenciar el crecimiento de las plántulas, especialmente en la variedad Biloxi. En esta variedad, MycoUp ® logró incrementos significativos en la longitud foliar y una tendencia superior en la longitud de raíces en ambas localidades (U.D.C.A y Villapinzón), lo que ratifica su eficacia en la promoción del vigor y rendimiento en fase de vivero. En la variedad Emerald, el tratamiento con micorriza Campo Verde ® (CV) presentó los resultados más favorables. Este tratamiento evidenció un mayor desarrollo en cuanto a la longitud foliar, masa seca de raíz, número de brotes basales y porcentaje de colonización, lo cual indica una respuesta positiva de las plántulas frente a la inoculación micorrícica. Estos resultados indican que la asociación simbiótica entre las micorrizas y el sistema radical de la planta favorece una mayor absorción de nutrientes y agua, lo que se traduce en un mejor desarrollo vegetativo y un establecimiento más eficiente de las plántulas.
Ambas localidades presentaron resultados favorables en el desarrollo de las plantas evaluadas. No obstante, en la localidad de la (U.D.C.A) se evidenció un mejor desempeño en la mayoría de las variables analizadas, tales como porcentaje de colonización micorrícica, longitud foliar, longitud radicular, número de brotes basales, masa seca foliar y masa seca radicular.
Por su parte, en la localidad de (Villapinzón) también se obtuvieron resultados positivos en las variables evaluadas, lo que confirma la capacidad de las micorrizas para favorecer el desarrollo de las plántulas de arándano bajo condiciones de campo. Aunque los valores registrados fueron ligeramente inferiores a los observados en la (U.D.C.A), los resultados evidencian que las
plantas lograron un adecuado establecimiento y desarrollo, lo cual demuestra el potencial de la inoculación micorrícica como herramienta para mejorar el crecimiento y adaptación del cultivo en diferentes condiciones productivas.
En el presente ensayo, la simbiosis establecida entre este hongo micorrícico y el sistema radical de las plantas permitió incrementar la capacidad de absorción de agua y nutrientes, lo que se reflejó en un mayor vigor vegetal y en un mejor desarrollo radicular.
De igual manera, en la variedad Emerald se evidenció que los géneros de micorrizas Acaulospora spp. y Scutellospora spp. constituyen una alternativa favorable para el tratamiento de las plantas, ya que su aplicación mostró resultados positivos en variables asociadas al desarrollo radicular y foliar. Estos resultados sugieren que la utilización de micorrizas específicas puede contribuir significativamente al fortalecimiento del crecimiento vegetativo y al mejor establecimiento del cultivo de arándano.
10. RECOMENDACIONES
Se recomienda establecer algunos ensayos que determinen la respuesta fisiológica específica del producto biológico basado en el hongo formador de micorrizas, Glomus iranicum var. tenuihypharum, el cual aplicado de acuerdo con las instrucciones dará como resultado una excelente colonización de las raíces del cultivo sobre y efectividad sobre las variables (Porcentaje de colonización, longitud radicular, longitud foliar, masa seca foliar, masa seca radicular, número de basales,) con el propósito de identificar las dosis más apropiadas y el método de aplicación que resulte más efectivo.
Se recomienda a próximas investigaciones analicen y comparen diferentes prácticas de manejo durante la fase de vivero, incluyendo variaciones en el uso de bioinsumos, tipos de sustrato, dosis y momentos de aplicaciones, así como su efecto sobre el crecimiento vegetativo, desarrollo radicular y calidad de las plántulas. Este tipo de estudios permitiría optimizar y estandarizar los protocolos de producción de material vegetal, contribuyendo a la obtención de plantas más vigorosas y con mayor capacidad de adaptación al momento del trasplante en campo.
11. BIBLIOGRAFÍA
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12. ANEXOS
12.1. Anexo 1 Estadística localidad UDCA
PESO SECO DE RAÍZ
> #PSR
> anovaPSR <-aov(PSR~VAR,data=Data_ArandMicrz_Ua) > summary(anovaPSR) Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 0.0107 0.01074 0.103 0.75
Residuals 28 2.9085 0.10387 Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 0.4421 0.11053 1.115 0.371
Residuals 25 2.4771 0.09908 Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 1.330 0.14781 1.861 0.119
Residuals 20 1.589 0.07945
PESO SECO ÁREA FOLIAR
> #PSF
> Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 9.542 9.542 8.512 0.00688 **
Residuals 28 31.389 1.121
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 8.25 2.062 1.577 0.211
Residuals 25 32.68 1.307
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 22.48 2.4980 2.708 0.0305 *
Residuals 20 18.45 0.9224
NÚMERO DE BASALES
> #NBS
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 7.533 7.533 13.99 0.000839 ***
Residuals 28 15.078 0.539
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 2.259 0.5648 0.694 0.603
Residuals 25 20.352 0.8141
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 14.006 1.5562 3.617 0.00798 **
Residuals 20 8.606 0.4303
- LONGITUD RADICULAR
> #IR Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 3.98 3.982 1.251 0.273
Residuals 28 89.12 3.183
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 19.37 4.843 1.642 0.195
Residuals 25 73.73 2.949
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 50.27 5.585 2.608 0.0356 *
Residuals 20 42.84 2.142
- LONGITUD FOLIAR
> #IF Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 1.4 1.441 0.086 0.771
Residuals 28 468.7 16.739
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 89.6 22.40 1.471 0.241
Residuals 25 380.5 15.22
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 199.4 22.16 1.637 0.171
Residuals 20 270.7 13.54
PORCENTAJE DE COLONIZACIÓN
> #COL
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 625 624.8 1.001 0.326
Residuals 28 17470 623.9
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 13714 3428 19.56 2.09e-07 ***
Residuals 25 4381 175
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 14521 1613.4 9.029 2.48e-05 ***
Residuals 20 3574 178.7
12.2. Anexo 2 Estadística localidad Villapinzón
PESO SECO RAÍZ
> #PSR
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 2.108 2.108 24.23 3.43e-05 ***
Residuals 28 2.437 0.087
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 0.913 0.2284 1.572 0.213
Residuals 25 3.632 0.1453
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 3.263 0.3625 5.653 0.000623 ***
Residuals 20 1.283 0.0641
PESO SECO FOLIAR
> #PSF
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 1.123 1.1230 1.259 0.271
Residuals 28 24.979 0.8921
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 9.04 2.2599 3.311 0.0262 *
Residuals 25 17.06 0.6825
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 14.76 1.6404 2.894 0.0229 *
Residuals 20 11.34 0.5669
NÚMERO DE BASALES
> #NBS
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 10.17 10.169 18.45 0.00019 ***
Residuals 28 15.44 0.551
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 3.708 0.9270 1.058 0.398
Residuals 25 21.898 0.8759
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 18.74 2.0817 6.06 0.000399 ***
Residuals 20 6.87 0.3435
LONGITUD RADICULAR
#IR Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 37.94 37.94 11.91 0.00179 **
Residuals 28 89.21 3.19
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 14.9 3.725 0.83 0.519
Residuals 25 112.2 4.490
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 92.16 10.24 5.852 5e-04 ***
Residuals 20 34.99 1.75
LONGITUD FOLIAR
> #IF Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 581.6 581.6 21.27 8e-05 ***
Residuals 28 765.4 27.3
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 174.5 43.64 0.93 0.462
Residuals 25 1172.5 46.90
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 798.3 88.70 3.233 0.0138 *
Residuals 20 548.7 27.43
PORCENTAJE DE COLONIZACIÓN
> #COL
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
VAR 1 389 389.1 0.773 0.387
Residuals 28 14101 503.6
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
MCRZ 4 6643 1660.8 5.292 0.00315 **
Residuals 25 7846 313.9
Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)
TRAT 9 10465 1162.8 5.778 0.000542 ***
Residuals 20 4025 201.2
Cita: Calvo Tuta, Andrey Santiago, Contreras Castaño, Camilo (2026), Efecto de la aplicación de micorrizas en el desarrollo de plántulas de arándano (Vaccinium corymbosum L.) en fase de vivero, Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales, p. N. https://repository.udca.edu.co/handle/11158/7033