Bacteriología y Laboratorio Clínico · 2018
Caracterización de la variabilidad genética de Trypanosoma cruzi (Dtus) y su asociación con los ciclos de transmisión en la Mesa (Cundinamarca)
La enfermedad de Chagas, causada por Trypanosoma cruzi, afecta entre 10 a 18 millones de personas en Latinoamérica y 25 millones de personas están en riesgo de contraer la enfermedad; se clasifica hoy como una enfermedad olvidada y desatendida en Colombia y países de América del sur. El municipio de La Mesa (Cundinamarca) se encuentra clasificado como un escenario de alto riesgo para la adquisición de la enfermedad. T. cruzi ha sido clasificado en seis unidades discretas de tipificación (DTUs) desde TcI a TcVI, distribuídas en diversas especies de vectores y reservorios, llevándolos a predominar entre los ciclos doméstico, peridoméstico y silvestre. De esta manera, se ha encontrado que TcI, TcIII y TcIV circulan en el ciclo silvestre; mientras que, en el ciclo doméstico, prevalece TcII, TcV y TcVI. Dentro de ellas, las cepas con mayor importancia son: TcI que contiene características más virulentas y TcII que causa formas digestivas de la infección con presencia en Colombia. Materiales y métodos: A partir de muestras de humanos, caninos, triatominos y zarigüeyas, se confirma la presencia de T. cruzi y se realiza un algoritmo diagnóstico para la identificación de los DTUs circulantes, usando el método convencional de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).
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Contenido
- 1. INTRODUCCIÓNp. 16
- 2. JUSTIFICACIÓNp. 18
- 3. OBJETIVOSp. 20
- Objetivo Generalp. 20
- Objetivos Específicosp. 20
- 4. ANTECEDENTESp. 21
- 5. MARCO TEÓRICOp. 26
- Generalidades de la tripanosomiasisp. 26
- Epidemiologíap. 26
- Morbilidad y mortalidadp. 27
- Datos mundialesp. 28
- Datos nacionalesp. 28
- 5.2.3.1. Características geográficasp. 29
- Datos localesp. 30
- Agentep. 31
- Taxonomíap. 32
- Características morfológicasp. 33
- 5.3.2.1. Formas celularesp. 33
- Material genéticop. 34
- 5.3.3.1. Regulación de la expresión génicap. 36
- 5.3.3.2. ADN del cinetoplastop. 36
- Ciclo de transmisiónp. 37
- 5.3.4.1. Ciclo domésticop. 39
- 5.3.4.2. Ciclo peridomésticop. 40
- 5.3.4.3. Ciclo silvestrep. 40
- Clasificación del agentep. 41
- 5.3.5.1. Biodemasp. 41
- 5.3.5.2. Zimodemasp. 42
- 5.3.5.3. Esquizodemasp. 42
- 5.3.5.4. Unidades Discretas de Tipificación (DTUs)p. 42
- Vectorp. 46
- Características morfológicasp. 33
- Ciclo reproductivop. 48
- Huéspedesp. 48
- Zarigüeya común (Didelphis marsupialis)p. 49
- 5.5.1.1. Fisiopatologíap. 51
- Perro (Canis lupus familiaris)p. 51
- 5.5.2.1. Periodo de incubaciónp. 52
- 5.5.2.2. Fisiopatologíap. 51
- 5.5.2.2.1. Forma agudap. 52
- 5.5.2.2.2. Fase indeterminada o latentep. 53
- 5.5.2.2.3. Fase crónicap. 53
- Humanop. 53
- 5.5.3.1. Periodo de incubaciónp. 52
- 5.5.3.2. Fisiopatologíap. 51
- 5.5.3.2.1. Aspectos inmunológicosp. 54
- 5.5.3.2.2. Fases clínicasp. 56
- 5.5.3.2.2.1. Fase agudap. 56
- 5.5.3.2.2.2. Fase latente o indeterminadap. 56
- 5.5.3.2.2.3. Fase crónicap. 53
- 5.5.3.2.2.4. Forma congénitap. 58
- Puerta de entradap. 58
- Chagomap. 58
- Signo de Romañap. 58
- Otrosp. 59
- Mecanismos de transmisiónp. 59
- Transmisión Vectorialp. 59
- Transmisión oralp. 59
- Transmisión transfusionalp. 61
- Transmisión transplacentariap. 61
- Transmisión por trasplantep. 61
- Transmisión por lactancia maternap. 61
- Transmisión sexualp. 61
- Factores de riesgo y determinantes de la saludp. 62
- Diagnósticop. 63
- Pruebas parasitológicas directasp. 64
- 5.9.1.1. Examen en frescop. 64
- 5.9.1.2. Extendido coloreadop. 64
- 5.9.1.3. Biopsiap. 64
- 5.9.1.4. Reacción en cadena de la polimerasa (PCR)p. 14
- Pruebas parasitológicas indirectasp. 66
- 5.9.2.1. Xenodiagnósticop. 66
- 5.9.2.2. Cultivop. 67
- 5.9.2.3. Inoculaciones en animalesp. 67
- Pruebas serológicasp. 68
- 5.9.3.1. Inmunofluorescencia indirecta (IFI)p. 68
- 5.9.3.2. Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA)p. 69
- 5.9.3.3. Hemaglutinación indirecta (HAI)p. 69
- 5.9.3.4. Métodos de transferencia a filtrosp. 69
- Tratamientop. 70
- Prevenciónp. 70
- 6. HIPÓTESISp. 73
- 7. METODOLOGÍAp. 73
- Enfoque metodológico, tipo y diseño de la investigaciónp. 73
- Poblaciónp. 73
- Diseño muestralp. 73
- Captura de triatominosp. 74
- Captura de zarigüeyasp. 75
- Criterios de inclusión y exclusiónp. 76
- Descripción de variablesp. 76
- Variable dependientep. 76
- Variable independientep. 76
- Técnicas de procesamiento y análisis de datosp. 76
- Cuantificación de ADNp. 76
- PCRp. 76
- 7.6.2.1. PCR con los cebadores LCO 1940 – HCO 2198p. 76
- 7.6.2.2. PCR con los cebadores S35 y S36p. 77
- 7.6.2.3. PCR con los cebadores TCI, TCII y TCCp. 78
- Hemaglutinación indirecta (HAI)p. 69
- Análisis estadísticosp. 78
- Consideraciones éticasp. 79
- Consentimiento de informaciónp. 79
- 8. RESULTADOSp. 80
- 9. DISCUSIONp. 95
- CONCLUSIONESp. 104
- RECOMENDACIONESp. 106
- REFERENCIASp. 128
- de Chagas. Fuente: Elaboración propiap. 45
- Tabla 2. Utilidad de las pruebas de diagnóstico en las formas clínicasp. 63
- métodos diagnósticosp. 89
- métodos diagnósticosp. 90
- zona, el ambiente y los métodos diagnósticosp. 91
- triatominos. Fuente:p. 91
- PCR. Fuente:p. 91
- condición corporal, la zona y los métodos diagnósticos. Fuente: Elaboración propiap. 92
- positivas. P: Porcentaje. Fuente:p. 94
- Elaboración propiap. 82
- Figura 2. Distribución de triatominos en La Mesa, Cundinamarca, Colombiap. 31
- cruzip. 32
- Figura 4. Formas celulares de T. cruzip. 33
- Figura 5. Red de ADN del kinetoplasto de T. cruzip. 37
- transmisión domésticos y selváticosp. 44
- Figura 8. Esquema de evolución de los DTUs de T. cruzip. 45
- Figura 9. Ciclo de vida del vectorp. 48
- Figura 10. Distribución geográfica de Didelphis en Colombiap. 51
- enfermedad. Fuente:Elaboración propia, mp. 54
- Figura 12. Vías de contagio de la enfermedad de Chagas por vía oralp. 60
- Figura 13. Dianas de diagnóstico y caracterización molecular de T. cruzip. 66
- Figura 14. Secuencias conservadas de S35-S36p. 77
- Figura 16. Diagrama del locus del gen miniexon de T. cruzip. 78
- Figura 17. Barrios y veredas muestreados. Fuente: Elaboración propiap. 80
- Figura 18. Barrios y veredas muestreados para humanos con resultados positivosp. 81
- Figura 19. Barrios y veredas muestreados para caninos con resultados positivosp. 82
- Figura 20. Captura de triatominosp. 83
- Figura 21. Dos ejemplares de triatominos capturadosp. 83
- Figura 23. Captura de zarigüeyasp. 85
- Figura 24. Inspección de las características fisiológicas y corporalesp. 85
- ADN de triatominos con el gen Housekeeping (LCO-HCO)p. 87
- ADN de triatominos con el protocolo de ADN del kinetoplasto (S35-S36)p. 87
- ADN de triatominos con el gen del miniexón (TCI-TCII-TCIII)p. 88
- Figura 29. Hemaglutinación Indirecta (HAI) en muestras de zarigüeyasp. 89
- Figura 30. Muestreo de zarigüeyas en La Mesa (Cundinamarca)p. 93
- ANEXO 1. Extracción del ámpula rectal en triatominos vivosp. 107
- Extracción del ámpula rectal en triatominos muertosp. 107
- ANEXO 2. Protocolo de extracción ADN sangre total por fenol cloroformop. 108
- ANEXO 3. Protocolo extracción ADN insectos fenol cloroformop. 109
- ANEXO 4. Limpieza ADN insectos por lana de vidriop. 110
- de Kit PurelinkTm viral RNA/DNA kitp. 111
- ANEXO 6. Protocolo de amplificación de PCR para cebadores LCO – HCOp. 112
- ANEXO 7. Protocolo de amplificación de PCR para cebadores S35 y S36p. 113
- ANEXO 9. Protocolo para electroforesis en gel de agarosap. 115
- ANEXO 10. Hemaglutinación indirecta (HAI)p. 116
- ANEXO 12. Encuesta de humanosp. 119
- ANEXO 13. Ciclo intracelular del parásitop. 122
- ANEXO 14. Ciclo del parásito dentro del triatominop. 124
- ANEXO 15. Muestreo de humanos, caninos y triatominosp. 125
- ANEXO 16. Diseño de formulario Epi Info 7.0p. 126
- de riesgop. 128