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OBTENCIÓN DE ALCALOIDES TOTALES DE HOJAS DE Duguetia vallicola

Y SU ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA CONTRA AISLADOS CLINICOS DE

Klebsiella pneumoniae Y Candida albicans

PAULINA LLORENTE DELGADO

UNIVERSIDAD DE CORDOBA

FACULTAD DE CIENCIAS BASICAS

DEPARTAMENTO DE QUIMICA

GRUPO DE INVESTIGACIÓN, QUÍMICA DE LOS PRODUCTOS

NATURALES (PRONAT)

GRUPO DE INVESTIGACIÓN DE INTERACCIONES MICROBIOLOGICAS

(GiiM)

MONTERIA-CORDOBA

2026

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OBTENCIÓN DE ALCALOIDES TOTALES DE HOJAS DE Duguetia vallicola

Y SU ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA CONTRA AISLADOS CLÍNICOS DE

Klebsiella pneumoniae Y Candida albicans

PAULINA LLORENTE DELGADO

Informe final de trabajo de grado, modalidad investigación, para optar al Título de Químico

Directores:

ALBERTO ANTONIO ANGULO ORTIZ, M.Sc. ORFA INÉS CONTRERA MARTÍNEZ, Ph.D.

UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA

FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA

GRUPO DE INVESTIGACIÓN, QUÍMICA DE LOS PRODUCTOS

NATURALES (PRONAT)

GRUPO DE INVESTIGACIÓN DE INTERACCIONES MICROBIOLOGICAS

(GiiM)

MONTERÍA-CÓRDOBA

2026

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Nota de aceptación El informe de grado titulado ¨OBTENCIÓN DE ALCALOIDES TOTALES DE HOJAS DE Duguetia vallicola Y SU ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA CONTRA AISLADOS CLINICOS DE Klebsiella pneumoniae Y Candida albicans” realizado por la estudiante PAULINA LLORENTE DELGADO, cumple con los requisitos exigidos por la facultad de ciencias básicas para optar el título de químico, el cual fue aprobado.

________________________________ Director del Trabajo de grado

ALBERTO ANTONIO ANGULO ORTIZ

________________________________ Jurado: INGRID DAYANA MARTÍNEZ MORA ________________________________ Jurado: GILMAR GABRIEL SANTAFE PATINO

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A mis padres, en especial a mi padre, por enseñarme con su ejemplo que el amor y la dedicación se demuestran en los pequeños actos: en cada madrugada en que me llevó a la universidad, en cada momento en que estuvo pendiente de mí, mostrándome que el verdadero apoyo es constante y silencioso.

A mis abuelitos, por enseñarme a valorar los momentos de la vida y recordarme que la vida es fugaz, y que cada instante merece ser vivido con gratitud, orgullo y sin arrepentimientos. A mi hermanito, por enseñarme a tener paciencia y a comprender que todos somos diferentes. Gracias a él aprendí a mirar la vida con más empatía y a recibir el amor más puro y sincero.

A mi perrita, por acompañarme en mis noches de desvelos y mostrarme que el amor más sencillo y leal puede ser el mayor apoyo emocional en los momentos difíciles. Y a toda mi familia, porque gracias a su amor, compañía y enseñanzas, hoy puedo cumplir este sueño que también es suyo.

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AGRADECIMIENTOS

Quiero expresar mi más profundo agradecimiento a todas las personas e instituciones que hicieron posible la realización de este trabajo.

A la Universidad de Córdoba, por abrirme sus puertas y darme la oportunidad de formarme como profesional. Gracias por ser el espacio donde adquirí conocimiento, crecimiento personal y las herramientas necesarias para alcanzar este sueño. Al Programa de Química, por ser la base de mi formación, y a todos los docentes y trabajadores que, con su dedicación y esfuerzo, contribuyeron al aprendizaje que obtuve en estos años de estudio.

A mis directores de tesis, el profesor Alberto y la profesora Orfa, por su paciencia, apoyo y guía en cada paso de este proceso. En especial, gracias al profesor Alberto por haber confiado en mí y brindarme la oportunidad de crecer como profesional. Al Grupo de Investigación en Química de Productos Naturales, donde pude crecer, aprender, reír y conocer valiosas personas que aportaron a mi desarrollo y adquisición de conocimientos. Gracias a Juan Andrés Rivero, Ingrid Martínez, Yorlenis Núñez y Duván Páez.

Al Grupo de Investigaciones Microbiológicas, por abrirme las puertas y recibirme como parte de su equipo. Gracias a Yohe, por ser mi amiga y por transmitirme tus conocimientos; a Ricardo Berrío (Riqui), por tu amistad, confianza y paciencia; a Alex, por tu amistad, y apoyo; a Dani Quiroz y Carlos Aldana, también les agradezco.

A mi familia, por ser mi apoyo incondicional y confiar siempre en mí. A mi padre, Jesús Manuel Llorente López, por estar presente cuando más lo necesité y asegurarse de que nunca me faltara nada; este logro es tanto tuyo como mío. A mi madre, que, aunque estos dos

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últimos años fueron difíciles, pudo superar las adversidades y seguir acompañándome en este camino que llamamos vida. A mis abuelitos José Antonio y Ana Javiera, que lastimosamente ya no están conmigo, les agradezco por su amor y sé que me cuidan desde el cielo. A mi otro padre, Fermín, gracias por tu preocupación y por todas las tardes de alegría. A mis otras madres, Ana Tarcila y Sixta, desde lo más profundo de mi corazón gracias, por cuidarme, amarme y ayudarme a ser la persona que soy hoy, incluso cuando yo misma dudaba de mí. A mi profesora y guía de vida, Luz Leonor Lozano, por sus consejos y apoyo constante, como otra madre que siempre ha estado pendiente de mí. Y a mi hermanito, por enseñarme a ver la vida con paciencia y empatía, y a aceptar aquello que nos resulta difícil.

A mis amigos, Katerine Romero, Isa Bohórquez, Benjamín Rodríguez, Sara Mercado, Duván Martínez, María Alejandra García, Yorlenis Nuñez y Juan Rivero, gracias por su sincera amistad y compañía. En especial, a Isa, por ser mi compañera de estudios, abrirme las puertas de tu casa y compartir tantas noches de desvelo, y a Benju, por tus palabras de aliento.

Finalmente, agradezco a cada persona que me permitió crecer, aprender y alcanzar este objetivo. Esta tesis no es solo un logro personal, sino también el resultado del esfuerzo colectivo de quienes me acompañaron en este camino académico y de vida. Estoy profundamente agradecida.

vii

TABLA DE CONTENIDO

RESUMEN................................................................................................................................ 1

1.

INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 3

2.

OBJETIVOS ..................................................................................................................... 5

2.1.

Objetivo general ......................................................................................................... 5

2.2.

Objetivos específicos ................................................................................................. 5

3.

MARCO TEÓRICO ........................................................................................................ 6

3.1.

Familia Annonaceae ................................................................................................... 6

3.2.

Genero Duguetia ........................................................................................................ 6

3.3.

Duguetia vallicola ...................................................................................................... 8

3.3.1.

Características botánicas de D. vallicola ........................................................... 8

3.3.2.

Alcaloides en Duguetia vallicola ....................................................................... 9

3.4.

Actividad antimicrobiana ......................................................................................... 15

3.4.1.

Microorganismos generalidades ...................... ¡Error! Marcador no definido.

4.

METODOLOGÍA .......................................................................................................... 19

4.1.

Recolección y preparación del material vegetal ...................................................... 19

4.2.

Obtención de los alcaloides totales .......................................................................... 19

4.3.

Microorganismos ..................................................................................................... 20

4.4.

Ensayo de sensibilidad antimicrobiana .................................................................... 21

4.5.

Análisis estadístico................................................................................................... 22

5.

RESULTADOS Y DISCUSIONES .............................................................................. 23

5.1.

Obtención de los alcaloides totales de hojas de D. vallicola ................................... 23

viii

5.2.

Actividad antimicrobiana ......................................................................................... 26

6.

CONCLUSIÓN .............................................................................................................. 31

7.

BIBLIOGRAFÍA............................................................................................................ 32

ix

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Especies del género Duguetia documentadas en Colombia por el Sistema de Información sobre Biodiversidad de Colombia (2020). ............................................................ 7 Tabla 2. Alcaloides identificados en distintos órganos de Duguetia vallicola. Datos adaptados de Fuentes (2020). .................................................................................................................... 15 Tabla 3. Concentración mínima inhibitoria CMI90 del extracto de alcaloides de hojas de D. vallicola (μg/mL) frente a aislados clínicos de K. pneumoniae y C. albicans tras 24 horas de tratamiento. .............................................................................................................................. 28

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Características morfológicas de Duguetia vallicola. (a) Vista general del árbol, (b) Detalle de las flores, (c) Rama con hojas y fruto en desarrollo, (d) Morfología foliar (hojas). 9 Figura 2. Estructuras de la (6aS)-glaziovina (1) y la pronuciferina (2), aisladas del extracto de alcaloides totales de las hojas de D. vallicola. ........................................................................... 9 Figura 3. Estructuras de la N-metillaurotetanina (3), la isocoridina (4) y la isoboldina (5), alcaloides aislados de las hojas de D. vallicola. ...................................................................... 10 Figura 4. Estructuras de los derivados O-metilados (6) y O-acetilados (7) de la Nmetillaurotetanina (3). .............................................................................................................. 11 Figura 5. Estructuras de Alcaloides duguevallina (8), cleistofolina (9), O-metilmoschatolina (10), (−)-oliverolina (11) y (−)-oliveridina (12), reportados en la corteza de D. vallicola. .... 12 Figura 6. Estructuras alcaloides pseudopalmatina (13), xilopinina (14) y discretina (15), identificados en la corteza del tallo de D. vallicola. ................................................................ 13 Figura 7. Estructuras alcaloides liriodenina (16) y lanuginosina (17), identificados en la madera de D. vallicola. ............................................................................................................ 14 Figura 8. Estructura del alcaloide nornuciferina (18), reportado en extractos de madera y corteza de D. vallicola. ............................................................................................................ 14 Figura 9. Diagrama de flujo del procedimiento para extracción de alcaloides totales ........... 20 Figura 10. Proceso de desengrase. (a) Material vegetal seco y pulverizado, (b) Incorporación del material vegetal seco al percolador, (c) Proceso de extracción, (d) Filtración, (e) Extracto bencínico. ................................................................................................................................. 23 Figura 11. Obtención de extracto crudo. (a) Percolación. (b) Adición de solventes. (c) Filtración de marco. (d) Pruebas cualitativas. (e) Destilación a presión reducida. (f) Extracto crudo obtenido. ........................................................................................................................ 24

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Figura 12. Extracción alcaloides totales de hojas de D. vallicola. (a) Extracto crudo. (b) Partición con ácido. (c) Alcaloides totales obtenidos. (d) Placa cromatográfica visualizada en luz UV – 366 nm. (e) Placa revelada con reactivo Dragendorff. (f) Pruebas cualitativas. ...... 25 Figura 13. Porcentaje de inhibición del crecimiento de K. pneumoniae, Kp-40 y Kp-41, frente a diferentes concentraciones del extracto de alcaloides totales de hojas de D. vallicola ........ 26 Figura 14. Porcentaje de inhibición del crecimiento de C. albicans, Ca-01, Ca-03 y Ca-04, frente a diferentes concentraciones del extracto de alcaloides totales de hojas de D. vallicola.

.................................................................................................................................................. 27

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ABREVIATURAS

% R: Porcentaje de rendimiento µg/mL: Microgramo por mililitro µL: Microlitro CMI90: Concentración mínima inhibitoria necesaria para inhibir el crecimiento del 90% de las cepas evaluadas.

DCM: Diclorometano EAT: Extracto alcaloides totales EATHD: Extracto alcaloides totales de las hojas de D. vallicola g: Gramos HCl: Ácido clorhídrico NH₄OH: Hidróxido de Amonio nm: Nanómetros UFC/mL: Unidades formadoras de colonia por mililitro UV: Ultravioleta

RESUMEN

La resistencia a los antimicrobianos constituye una de las principales amenazas para la salud pública global, al disminuir progresivamente la eficacia de los tratamientos de primera línea frente a infecciones causadas por microorganismos patógenos. Ante este panorama, resulta indispensable la búsqueda de nuevas fuentes de compuestos bioactivos capaces de inhibir el crecimiento de dichos patógenos, siendo las plantas medicinales una fuente promisoria de metabolitos secundarios con potencial terapéutico. Si bien en Duguetia vallicola se ha reportado la presencia de alcaloides, su actividad antimicrobiana en el tejido foliar no ha sido explorada hasta el momento. Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue obtener los alcaloides totales de las hojas de D. vallicola y determinar su actividad antimicrobiana frente a aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae y Candida albicans. Los alcaloides totales se obtuvieron mediante el método clásico de extracción ácido-base empleando diclorometano (DCM) como disolvente orgánico. Por otro lado, la concentración mínima inhibitoria (CMI90) del extracto se determinó mediante el método de microdilución en caldo. El extracto de alcaloides mostró actividad inhibitoria dependiente de la concentración frente a ambos microorganismos. En K. pneumoniae, los aislados Kp-40 y Kp-41 presentaron valores de CMI90 de 1762 y 1765 μg/mL, respectivamente, sin diferencias significativas entre ellos. Por otro lado, en C. albicans, los aislados Ca-01, Ca-03 y Ca-04 mostraron valores de CMI90 de 3236, 3640 y 3865 μg/mL, respectivamente, con diferencias estadísticamente significativas entre los aislados Ca-01 y Ca-04. En ambos microorganismos se evidenció una correlación lineal fuerte y positiva entre la concentración del extracto y el porcentaje de inhibición del crecimiento. Estos resultados constituyen el primer reporte de actividad antibacteriana y antifúngica de los alcaloides totales de las hojas de D. vallicola, evidenciando su capacidad de inhibir a patógenos con resistencia a antimicrobianos como de K. pneumoniae y C. albicans.

PALABRAS CLAVE: Duguetia vallicola, alcaloides, actividad antimicrobiana, Klebsiella pneumoniae, Candida albicans.

1.

INTRODUCCIÓN

En la actualidad, la resistencia a los antimicrobianos (RAM) representa uno de los mayores desafíos para la salud a nivel mundial, pues disminuye considerablemente la eficacia de los tratamientos convencionales empleados contra las infecciones más frecuentes (De Machala et al., 2026). Esta problemática ha generado un aumento sostenido de la morbilidad y la mortalidad en pacientes hospitalizados, además de importantes consecuencias económicas a nivel global, reflejándose en un aumento considerable de los costos en la atención médica y efectos adversos en la economía mundial (WHO, 2023).

En este escenario, destacan ciertos patógenos de gran relevancia clínica, entre ellos Klebsiella pneumoniae, bacteria multirresistente estrechamente vinculada a infecciones intrahospitalarias (Jin et al., 2025). Este microorganismo ha causado aproximadamente 8 mil muertes en todo el mundo, el 80 % de las cuales están asociadas a la RAM (Song et al., 2025). Debido a esta elevada carga de morbimortalidad, la OMS lo declaró como patógeno prioritario de nivel crítico (WHO, 2024). Por otro lado, Candida albicans, una levadura patógena responsable de candidiasis, más frecuentemente aislada en infecciones fúngicas invasivas (Talapko et al., 2021), ha sido clasificada por la Organización Mundial de la Salud como un patógeno fúngico crítico debido a su creciente resistencia a los antifúngicos azólicos (WHO, 2022). Ambos microorganismos comparten, además, una notable capacidad de adaptación al ambiente hospitalario y de expresión de diversos factores de virulencia, lo que dificulta considerablemente su manejo terapéutico (Talapko et al., 2021; Jin et al., 2025). Las especies vegetales constituyen una fuente valiosa de metabolitos secundarios con propiedades farmacológicas de interés, cuyo estudio posibilita el hallazgo de moléculas con aplicaciones biológicas prometedoras (Contreras et al., 2024). En particular, la familia Annonaceae se distingue por su gran variedad de compuestos fitoquímicos y por la amplia gama de efectos biológicos que estos ejercen (Hernández et al., 2021; Contreras et al., 2024).

Dentro de esta familia se encuentra el género Duguetia, conformado por cerca de 100 especies, 36 de ellas registradas en territorio colombiano (Santos et al., 2022; SiB, 2020). Una de sus especies representativas es Duguetia vallicola, conocida comúnmente como "yaya", propia de la región norte del país (Fuentes et al., 2021), en ella se han descrito distintos compuestos según el órgano estudiado; se aislaron compuestos con actividad antiparasitaria, antibacteriana, antibiopelícula y se reportaron moléculas con potencial antioxidante (Pérez et al., 2004; Arango et al., 2004; Pérez et al., 2005; Fuentes et al., 2021; Contreras et al., 2024). Si bien, se han reportado alcaloides, la actividad antimicrobiana de estos en las hojas de D. vallicola no ha sido explorada. Esta ausencia de estudios constituye una oportunidad para determinar su potencial frente a microorganismos de importancia clínica. En este contexto, el presente trabajo tuvo como objetivo la obtención de los alcaloides totales de las hojas de Duguetia vallicola y la evaluación de su actividad antimicrobiana frente a aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae y Candida albicans.

2.

OBJETIVOS

2.1.

Objetivo general Obtener los alcaloides totales de hojas de Duguetia vallicola y determinar su actividad antimicrobiana contra aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae y Candida albicans.

2.2.

Objetivos específicos

-

Extraer los alcaloides totales de las hojas de Duguetia vallicola, por medio de la técnica de extracción clásica de alcaloides.

-

Determinar la actividad antibacteriana del extracto de alcaloides totales frente a aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae mediante el método de microdilución en caldo.

-

Determinar la actividad antifúngica del extracto de alcaloides totales frente a aislados clínicos de Candida albicans mediante el método de microdilución en caldo.

3.

MARCO TEÓRICO

3.1.

Familia Annonaceae Esta familia fue descrita por primera vez en 1789 por el botánico francés Antoine Laurent de Jussieu, quien estableció sus características morfológicas. Su distribución abarca ambientes tropicales y subtropicales presentes en varios continentes, incluyendo Sudamérica, Centroamérica, Asia, Australia y África. Además, se encuentra principalmente en alturas menores de 2000 metros y comprende cerca de 162 géneros y aproximadamente 3049 especies (Kazman et al., 2022; Hernández et al., 2021).

La riqueza morfológica de la familia se acompaña de una notable diversidad fitoquímica, algunas investigaciones químicas y farmacológicas previas han indicado que las bisbencilisoquinolinas son componentes bioactivos importantes presentes en las plantas de la familia Annonaceae. Asimismo, se han identificado terpenos, flavonoides, lignanos, acetogeninas y algunos compuestos aromáticos, pero los alcaloides representan los principales constituyentes químicos y, en consecuencia, han recibido mayor atención por su potencial biológico y terapéutico (Lúcio et al., 2014).

En Colombia se registran más de 240 especies pertenecientes a 30 géneros, donde la mayor parte de estas especies se encuentran distribuidas en la región Amazónica, y las especies restantes se distribuyen entre el Pacífico y la región Andina. Dentro de los géneros reportados en el país, se destacan Anaxagorea, Annona, Cananga, Duguetia y Xylopia, los cuales exhiben una mayor presencia dentro de esta familia (Murillo, 2001).

3.2.

Genero Duguetia Duguetia es uno de los géneros más grandes de la familia Annonaceae, después de Guatteria, Xylopia y Annona. Es un género de árboles generalmente pequeños, del sotobosque, que crecen en los trópicos de América del Sur, caracterizados por presentar flores en la parte

superior del tronco o ramas largas cerca del suelo desde la base del tronco (Pérez & Cassels, 2010; Santos et al., 2020).

En la literatura se han descrito aproximadamente 100 especies, y en diversos estudios se documenta la presencia de esteroides, flavonoides, compuestos aromáticos, terpenos, alcaloides, entre otros (Santos et al., 2020). Esta diversidad fitoquímica se refleja en sus amplias actividades biológicas, entre las que se incluyen la citotoxicidad, actividad antipalúdica, antioxidante, antiinflamatoria, inhibición de la ureasa, propiedades antifúngicas, antibacterianas, antitumoral, potencial anticancerígeno e insecticida (Mouafon et al., 2025). Además, se han reportado estudios sobre los alcaloides de aproximadamente 16 especies del género Duguetia, lo que resultó en el aislamiento de 105 alcaloides diferentes (Pérez & Cassels,

2010).

En Colombia se encuentran documentadas 36 especies del género Duguetia, con registro en varios departamentos entre los cuales figuran Antioquia, Amazonas, Arauca, Boyacá, Caldas, Casanare, Caquetá, Córdoba, Chocó, Guainía, Guajira, Guaviare, Meta, Norte de Santander, Putumayo, Santander, Vaupés y Vichada (SiB, 2020).

Tabla 1. Especies del género Duguetia documentadas en Colombia por el Sistema de Información sobre Biodiversidad de Colombia (2020).

D. antioquensis D. latifolia D. rionegrensis D. argentea D. lepidota D. riparia D. asterotricha D. lucida D. spixiana D. calycina D. macrophylla D. stelechantha D. caniflora D. marcgraviana D. stenantha D. cauliflora D. megalocarpa D. surinamensis D. colombiana D. oblanceolata D. trunciflora

D. confusa D. odorata D. tuberculata D. dimorphopetala D. panamensis D. ulei D. eximia D. quitarensis D. uniflora D. flagellaris D. riberensis D. vallicola D. gentryi D. rigida D. vaupesana

3.3.

Duguetia vallicola D. vallicola es un árbol perenne de las regiones costeras de Panamá, Colombia y Venezuela, perteneciente a la familia Annonaceae (Pérez et al., 2005). En Colombia es popularmente conocido como “Yaya” y crece al norte del país. Es un árbol que puede alcanzar alturas considerables; las propiedades morfológicas y el hábitat de la planta influyen en gran medida en la producción de metabolitos secundarios (Fuentes et al., 2021).

3.3.1. Características botánicas de D. vallicola

Árbol a 12 m de altura, ramas jóvenes pardo-amarillentas. Hojas simples alternas, dísticas, de 12 a 22 por 3.5 a 5 cm, oblanceoladas, ápice acuminado. Inflorescencia 1-3 flores. Flores cremosas, pétalos de 1.3 cm de largo, oblongos y con pubescencia de escamas plateadas. Frutos apocárpicos, esferoides, de 3.5 a 4.5 cm de diámetro; monocarpos numerosos, libres, pero apiñados, de 1.6 a 1.8 por 0.7 a 0.8 cm, en forma de clavo, liso arriba de la mitad, redondeados y algo punteados en el ápice. Una característica diagnóstica de esta especie es el envés de las hojas y las ramitas jóvenes, cubiertas con abundantes escamas que le dan una coloración amarillo-oro (Holdridge & Poveda, 1975; Pérez, 2003).

Figura 1. Características morfológicas de Duguetia vallicola. (a) Vista general del árbol, (b) Detalle de las flores, (c) Rama con hojas y fruto en desarrollo, (d) Morfología foliar (hojas).

3.3.2. Alcaloides en Duguetia vallicola

En las hojas de Duguetia vallicola se ha reportado como alcaloide principal la (6aS)glaziovina (1), acompañada de la pronuciferina (2) y de sus derivados O-acetilado y O-metilado (Pérez et al., 2005).

Figura 2. Estructuras de la (6aS)-glaziovina (1) y la pronuciferina (2), aisladas del extracto de alcaloides totales de las hojas de D. vallicola.

a b c d

Además, se ha reportado la presencia de la N-metillaurotetanina (3). En este mismo órgano también se registró, por primera vez para el género Duguetia, la presencia de las isoquinolinas isocoridina (4) e isoboldina (5) (Pérez, 2003).

Figura 3. Estructuras de la N-metillaurotetanina (3), la isocoridina (4) y la isoboldina (5), alcaloides aislados de las hojas de D. vallicola.

La N-metillaurotetanina (3) y sus derivados O-metilados (6) y O-acetilados (7), fueron aislados de las hojas de D. vallicola y se realizó la evaluación de su actividad antioxidante (Arango et al., 2004).

Figura 4. Estructuras de los derivados O-metilados (6) y O-acetilados (7) de la Nmetillaurotetanina (3).

En la corteza de D. vallicola la presencia del alcaloide duguevallina (8) fue identificada y nombrada por primera vez como un nuevo alcaloide (Pérez, 2003). Posteriormente, se reportó la duguevallina (8) como un nuevo alcaloide aporfinoide, además de cuatro alcaloides conocidos: cleistofolina (9), O-metilmoschatolina (10), (−)-oliverolina (11) y (−)-oliveridina (12), se destacó que en particular los alcaloides (9) y (11) presentaron actividad contra Plasmodium falciparum (Pérez et al., 2004).

Figura 5. Estructuras de Alcaloides duguevallina (8), cleistofolina (9), Ometilmoschatolina (10), (−)-oliverolina (11) y (−)-oliveridina (12), reportados en la corteza de D. vallicola.

En un reexamen de la corteza del tallo también se encontró que la protoberberina pseudopalmatina (13) se encontraba en mayor proporción, acompañada por cantidades menores de su precursor de berbina, la xilopinina (14), y la discretina (15) (Pérez et al., 2005).

Figura 6. Estructuras alcaloides pseudopalmatina (13), xilopinina (14) y discretina (15), identificados en la corteza del tallo de D. vallicola.

Por otra parte, en la madera de Duguetia vallicola se identificaron los alcaloides liriodenina (16) y lanuginosina (17), y se evaluó su actividad antioxidante (Fuentes et al.,

2021).

Figura 7. Estructuras alcaloides liriodenina (16) y lanuginosina (17), identificados en la madera de D. vallicola.

Más recientemente, en un estudio sobre los extractos de madera y corteza de Duguetia vallicola se reportó por primera vez la presencia de nornuciferina (18), junto con la identificación de otros alcaloides como la O-metilmoschatolina (10) y la liriodenina (16). Se realizo la evaluación de su potencial antibacteriano y antibiofilm (Contreras et al., 2024).

Figura 8. Estructura del alcaloide nornuciferina (18), reportado en extractos de madera y corteza de D. vallicola.

En términos generales, se han identificado y documentado diversos alcaloides cuya presencia varía según el órgano vegetal analizado. La Tabla 2 sintetiza los compuestos reportados en las diferentes partes de la planta.

Tabla 2. Alcaloides identificados en distintos órganos de Duguetia vallicola. Datos adaptados de Fuentes (2020).

Órgano Grupo de alcaloide Alcaloide identificado Hojas Proaporfinas glaziovina (1) pronuciferina (2) Aporfinas sensu stricto N-metillaurotetanina (3) isocoridina (4) isoboldina (5) Berberinas (tetrahidroprotoberberinas) xilopinina (14) discretina (15) Protoberberinas pseudopalmatina (13) Corteza del tallo Azaantraquinona cleistofolina (9) Oxoaporfinas duguevallina (8) O-metilmoschatolina (10) 7-Hidroxiaporfinas (−)-oliverolina (11) (−)-oliveridina (12) Berberinas (tetrahidroprotoberberinas) xilopinina (14) Protoberberinas pseudopalmatina (13) Madera Oxoaporfinas O-metilmoschatolina (10) liriodenina (16) lanuginosina (17) nornuciferina (18)

3.4.

Actividad antimicrobiana La actividad antimicrobiana se refiere a la capacidad de un agente antimicrobiano para eliminar microorganismos o inhibir su crecimiento. De acuerdo con distintos criterios, estos

agentes pueden clasificarse según el tipo de actividad que ejercen —antibacteriana o antifúngica—, el microorganismo diana y si su efecto es dependiente del tiempo, de la concentración, o si su acción es de tipo cida o estática (bactericida/bacteriostático, fungicida/fungistático). En términos generales, sus mecanismos de acción incluyen el daño a la membrana celular y la inhibición de la síntesis o función de ácidos nucleicos, de la pared celular o de proteínas (Atallah et al., 2022).

3.4.1. Generalidades de los microorganismos.

Los microorganismos, también denominados microbios, son seres vivos microscópicos, presentes prácticamente en todos los ambientes. La mayoría de ellos cumplen funciones ecológicas y biotecnológicas esenciales: participan en la degradación de residuos, la fijación de nitrógeno y la fotosíntesis, además de desempeñar funciones vitales en otros organismos, como la digestión y la síntesis de vitaminas, y de poseer aplicaciones comerciales de amplio uso (Tortora et al., 2007; Flint, 2020). No obstante, una fracción minoritaria de estos microorganismos actúa como patógena, al tener la capacidad de provocar enfermedades (Tortora et al., 2007). Dentro de este último grupo se encuentran K. pneumoniae y C. albicans, dos microorganismos de particular relevancia clínica por su papel en infecciones asociadas a la atención de la salud (IAAS) y por sus crecientes perfiles de resistencia a los antimicrobianos (WHO, 2024; Casalinuovo et al., 2004).

3.4.1.1.

Klebsiella pneumoniae K. pneumoniae es una bacteria Gram-negativa, encapsulada, con forma de bacilo, perteneciente a la familia Enterobacteriaceae (Jin et al., 2025). Se comporta como un patógeno oportunista que afecta principalmente a pacientes con comorbilidades, a individuos inmunocomprometidos o a aquellos con barreras naturales comprometidas, como en el caso de dispositivos intravasculares, tubos endotraqueales o heridas quirúrgicas. Esta bacteria es responsable de infecciones de difícil manejo clínico —entre ellas infecciones del tracto

urinario, neumonía, meningitis y sepsis—, asociadas a una alta tasa de mortalidad, lo que la convierte en una seria amenaza para la salud pública (Petrosillo et al., 2019; Li et al., 2025). La resistencia de las bacterias Gram-negativas a los antibióticos es producto de una combinación de mecanismos, incluyendo algunos propios de las especies mientras otros son adquiridos mediante plásmidos y transposones (Toro & Correa, 2010). En el caso particular de K. pneumoniae, el incremento de la resistencia se explica principalmente por dos estrategias: la producción de betalactamasas de espectro expandido (De la Parte, 2001) y la pérdida o modificación de porinas, generando una disminución de la permeabilidad de la membrana externa bacteriana (Toro & Correa, 2010). La combinación de estos mecanismos explica en gran medida la multirresistencia frente a carbapenémicos y betalactámicos que caracteriza a los aislados clínicos de esta especie, y que representa hoy uno de los mayores desafíos para su tratamiento (De la Parte, 2001).

3.4.1.2.

Candida albicans

C. albicans es un hongo levaduriforme comensal perteneciente a la familia

Saccharomycetaceae, que coloniza de manera asintomática diversas partes del cuerpo humano, entre ellas la cavidad orofaríngea, el tracto gastrointestinal, la vagina y la piel de individuos sanos. Se estima que forma parte de la microbiota normal en cerca del 50 % de la población; sin embargo, en individuos inmunocomprometidos puede comportarse como un patógeno oportunista, capaz de causar tanto infecciones de las mucosas como infecciones sistémicas (Quintana et al., 2017; Talapko et al., 2021).

Los fármacos antimicóticos disponibles para su tratamiento incluyen el polieno anfotericina B y los azoles, como el fluconazol (White et al., 2002). C. albicans ha sido el patógeno más estudiado en lo que respecta a la resistencia a los antifúngicos debido a la morbilidad y mortalidad asociadas a las infecciones en pacientes inmunodeprimidos (Casalinuovo et al., 2004). Se han dilucidado varios mecanismos moleculares por los cuales C.

albicans desarrolla resistencia a los fármacos antifúngicos. Los mecanismos identificados incluyen alteraciones en el gen que codifica la enzima o la sobreexpresión de genes de bombas de eflujo (White et al., 2002).

La Organización Mundial de la Salud, en un informe elaborado en 2022, clasificó a C. albicans como un patógeno fúngico crítico dentro de su revisión sobre la resistencia a los antimicrobianos. A su vez estudios recientes reportan que C. albicans presenta las tasas más altas de resistencia a los azoles en países con bajos y medianos ingresos, lo que genera preocupación sobre un posible aumento de su resistencia, haciendo necesaria la búsqueda de nuevas alternativas de tratamiento para las infecciones originadas por este agente (WHO, 2022; Galvis, 2025).

4.

METODOLOGÍA

4.1.

Recolección y preparación del material vegetal El material vegetal correspondiente a las hojas de Duguetia vallicola fue recolectado en la vereda El Corozo, vía Planeta Rica, municipio de Montería, departamento de Córdoba, Colombia, en las coordenadas 8°33′39′′ N, 75°45′30′′ O. Este espécimen se encuentra depositado en el Herbario del Jardín Botánico Joaquín Antonio Uribe, en Medellín, bajo el número de colección JAUM 037841.

El material vegetal (hojas) fue trasladado al Laboratorio de Productos Naturales (PRONAT) de la Universidad de Córdoba, donde se seleccionó la muestra libre de impurezas, se dejó secar al aire libre y se redujo su tamaño de partícula utilizando un molino de cuchillas

4.2.

Obtención de los alcaloides totales Se adicionaron 2190 g de hojas secas y molidas de D. vallicola en un percolador cilíndrico. Seguidamente se añadieron 8 litros de bencina de petróleo para el desengrase del material vegetal. Este proceso se extendió por un periodo de 13 días hasta que el solvente presentó un aspecto claro y escasamente coloreado.

Una vez realizado el desengrase y eliminado el solvente, el residuo sólido (marco) se humectó con NH₄OH al 5%, evitando su secado. Luego, se realizó la extracción por percolación con diclorometano (DCM) hasta obtener resultados negativos en las pruebas con los reactivos de Mayer y Dragendorff. Este proceso duró 20 días, en los cuales tanto el solvente como el extracto crudo se sometieron a destilación a presión reducida (rotaevaporación) para eliminar el solvente y obtener el extracto de DCM.

El extracto crudo obtenido se sometió a partición con HCl al 3% (Figura 9), la fase acuosa ácida se alcalinizó con NH₄OH concentrado hasta alcanzar un pH aproximado de 8–9, se realizó la extracción de los alcaloides totales (AT) con DCM. El extracto se concentró a

presión reducida obteniéndose el extracto de alcaloides totales (EAT) el cual se sometió a estudios (Pérez, 2003; Arango et al., 2004).

Figura 9. Diagrama de flujo del procedimiento para extracción de alcaloides totales

4.3.

Microorganismos Se utilizaron cinco aislados clínicos: tres de Candida albicans (Ca-01, Ca-03, Ca-04) y dos de Klebsiella pneumoniae (Kp-40, Kp-41), todos provenientes del biobanco del Laboratorio de Investigación en Interacciones Microbiológicas (LIIM), el cual cuenta con el aval del Comité de Ética y Científico de la Universidad de Córdoba para su empleo en estas investigaciones.

Todos los microorganismos fueron identificados mediante métodos estándar: Vitek 2 Compact (BioMérieux SA.), tarjeta YST Vitek 2 y tarjeta AST-YS08 Vitek 2 (Ref. 420739). Los aislados de C. albicans se mantuvieron en agar dextrosa Sabouraud (SDA), caldo dextrosa Sabouraud (SDB) y medio BBL CHROMagar, mientras que los de K. pneumoniae se conservaron en agar MacConkey, agar Mueller-Hinton y caldo Mueller-Hinton, con repiques periódicos hasta la realización de los experimentos.

Extracto de DCM Fase Acuosa Fase Orgánica Partición con HCl 3%

Extracción con DCM NH₄OH concentrado hasta pH 8-9

EAT

4.4.

Ensayo de sensibilidad antimicrobiana Las CMI90 del extracto de DCM de hojas de D. vallicola frente a las cepas de C. albicans y K. pneumoniae se determinaron mediante el ensayo de microdilución en caldo, empleando placas de microtitulación de 96 pocillos, siguiendo el protocolo establecido en los métodos M27-A3 y M07-A9 del Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), adaptado por Contreras et al. (2022). Para esto, se realizaron diluciones seriadas dobles en caldo RPMI 1640 (para hongos) y caldo Mueller-Hinton (para bacterias), hasta alcanzar concentraciones finales del extracto de DCM de 4000, 2000, 1000, 500, 250, 125, 62,5 y 31,25 µg/mL en cada pozo de reacción. El ensayo se realizó con un volumen final de 200 µL por pocillo, distribuidos de la siguiente manera: 100 µL del extracto, a las concentraciones previamente descritas, y 100 µL del inóculo correspondiente. Para los ensayos con K. pneumoniae se empleó un inóculo bacteriano ajustado a 10⁸ UFC/mL, mientras que en los ensayos con C. albicans se utilizó un inóculo fúngico de 10⁶ UFC/mL. Todos los procedimientos se efectuaron por triplicado, empleándose como controles positivos ciprofloxacino para las bacterias y el antifúngico comercial fluconazol para las levaduras, así como un control negativo constituido por células sin tratamiento. Las lecturas de absorbancia se registraron en un lector de ELISA ChroMate 4300 a 630 nm, tras 24 horas de incubación a 37 °C. Los porcentajes de inhibición se calcularon a partir de la siguiente ecuación:

% Inhibición = (1 - (ODT24 - ODT0 / ODGC24 - ODGC0)) x 100 Donde ODT24 es la densidad óptica del pocillo de ensayo a las 24 h después de la inoculación; ODT0 es la densidad óptica del pocillo de ensayo a las 0 h después de la inoculación; ODGC24 es la densidad óptica del pozo de control de crecimiento a las 24 h después de la inoculación, y ODGC0 es la densidad óptica del pozo de control de crecimiento a las 0 h después de la inoculación. Finalmente, se calculó la CMI del extracto a la cual se inhibe el 90

% del crecimiento de los aislados clínicos de K. pneumoniae y C. albicans, en comparación con el grupo control de células no tratadas.

4.5.

Análisis estadístico Los datos fueron procesados y organizados en Microsoft Excel 365. La distribución de los datos se evaluó mediante la prueba de normalidad de Shapiro-Wilk, empleando el software GraphPad Prism versión 8.0. La homogeneidad de varianzas (homocedasticidad) entre los aislados se determinó mediante la prueba de Bartlett, utilizando el software Statgraphics Centurion XVI. Para identificar diferencias estadísticamente significativas entre las medias de los aislados, se aplicó un análisis de varianza (ANOVA) de una vía, complementado con la prueba de Brown-Forsythe para verificar la igualdad de varianzas entre grupos. Las comparaciones múltiples post hoc entre pares de aislados se realizaron mediante la prueba de Tukey. El grado de asociación lineal entre las concentraciones del extracto y el porcentaje de inhibición del crecimiento microbiano se determinó mediante el coeficiente de correlación de Pearson.

5.

RESULTADOS Y DISCUSIONES

5.1.

Obtención de los alcaloides totales de hojas de D. vallicola En el desengrase del material vegetal se obtuvieron 38,9 g de extracto bencínico, este presentó un tono marrón oliva oscuro y terroso de aspecto oleoso, el desengrase se realizó para evitar interferencias en la extracción de los alcaloides.

Figura 10. Proceso de desengrase. (a) Material vegetal seco y pulverizado, (b) Incorporación del material vegetal seco al percolador, (c) Proceso de extracción, (d) Filtración, (e) Extracto bencínico.

Una vez desengrasado el material vegetal, se procedió a su alcalinización con el fin de facilitar su extracción mediante diclorometano. Dicha extracción se monitoreó por medio de ensayos cualitativos con los reactivos de Mayer y Dragendorff, los cuales se realizaron de manera periódica hasta obtener un resultado negativo, en el cual no se observó precipitado ni cambio de color significativo respecto al control. Se obtuvo un total de 65,4 g de extracto crudo.

Figura 11. Obtención de extracto crudo. (a) Percolación. (b) Adición de solventes. (c) Filtración de marco. (d) Pruebas cualitativas. (e) Destilación a presión reducida. (f) Extracto crudo obtenido.

A partir de este extracto crudo se realizó una partición ácido-base con HCl, con el objetivo de separar los alcaloides de otros metabolitos presentes. Este procedimiento permitió obtener una fase acuosa ácida, que contenía los alcaloides, y una fase orgánica con otros metabolitos secundarios. A la fase orgánica se le realizó una reextracción adicional para descartar la presencia de alcaloides. Posteriormente, la fase acuosa fue alcalinizada y sometida a extracción con diclorometano. El extracto obtenido se concentró por rotaevaporación, dando como resultado 10,4854 g (≈10,5 g) de extracto seco de alcaloides totales de hojas de D. vallicola (EATHD), el cual presentó un color oscuro prácticamente negro de aspecto opaco con matices cálidos o terrosos, acompañado de tonalidades amarillo-grisáceas o negro-verdosas. El porcentaje de rendimiento fue de aproximadamente 0,48 %, calculado como la relación entre el peso del extracto seco obtenido y el peso inicial de las hojas secas y molidas, multiplicado por 100.

% 𝑅= 𝑝𝑒𝑠𝑜 𝑎𝑙𝑐𝑎𝑙𝑜𝑖𝑑𝑒𝑠 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙𝑒𝑠 𝑝𝑒𝑠𝑜 ℎ𝑜𝑗𝑎𝑠 𝑠𝑒𝑐𝑎𝑠 × 100 % 𝑅= 10,4854 𝑔

2190 𝑔

× 100 = 0,4788% ≈𝟎, 𝟒𝟖%

Figura 12. Extracción alcaloides totales de hojas de D. vallicola. (a) Extracto crudo. (b) Partición con ácido. (c) Alcaloides totales obtenidos. (d) Placa cromatográfica visualizada en luz UV – 366 nm. (e) Placa revelada con reactivo Dragendorff. (f) Pruebas cualitativas.

El rendimiento de 0,48 % obtenido para el extracto de alcaloides totales de las hojas de D. vallicola resulta comparable con los valores reportados previamente para la especie a partir de tejido foliar (Pérez, 2003; Pérez et al., 2005), en los cuales se observó que los alcaloides proaporfínicos y aporfínicos también se obtuvieron en proporciones bajas respecto al peso del material vegetal seco, lo cual es consistente con el carácter minoritario de estos metabolitos secundarios frente a otros componentes foliares como clorofilas, ceras y compuestos polares eliminados durante el desengrase.

5.2.

Actividad antimicrobiana Los resultados obtenidos indican que el extracto presenta actividad antimicrobiana frente a todos los aislados evaluados, evidenciada en una reducción del crecimiento dependiente de la concentración tanto en K. pneumoniae como en C. albicans. En las Figuras 13 y 14 se muestran los porcentajes de inhibición de cada aislamiento en función de las distintas concentraciones del extracto, en la Tabla 3 se presentan los valores de CMI₉₀ correspondientes.

Figura 13. Porcentaje de inhibición del crecimiento de K. pneumoniae, Kp-40 y Kp- 41, frente a diferentes concentraciones del extracto de alcaloides totales de hojas de D. vallicola

En la Figura 13 se observan los porcentajes de inhibición del crecimiento de los aislados Kp-40 y Kp-41 frente a concentraciones entre 31,25 y 4000 µg/mL del extracto. Es notable un efecto directamente proporcional entre la concentración y la inhibición: a medida que aumentó la concentración del extracto, aumentó el porcentaje de inhibición del crecimiento bacteriano en ambos aislados. La prueba de normalidad de Shapiro-Wilk confirmó una distribución normal de los datos; sin embargo, la prueba de homocedasticidad de Bartlett reveló diferencias estadísticamente significativas entre las desviaciones estándar de los dos aislados

(F = 153,72; p = 0,0129), lo que indica una respuesta heterogénea entre Kp-40 y Kp-41 frente al extracto, consistente con la variabilidad en los perfiles de resistencia característica de los aislados clínicos de K. pneumoniae (Jin et al., 2025; Li et al., 2025). El análisis de varianza (prueba de ANOVA ONE WAY) reveló diferencias estadísticamente significativas con un valor de p < 0,05. El análisis de correlación de Pearson confirmó, con un 95 % de confianza, una relación lineal fuerte y positiva entre la concentración del extracto y el porcentaje de inhibición del crecimiento bacteriano (p < 0,05).

31.25 62.5

125

250

500 1000 2000 4000

0

20

40

60

80

100

Concentraciones (g/mL) Porcentaje de inhibición % Ca-01 Ca-03 Ca-04

Figura 14. Porcentaje de inhibición del crecimiento de C. albicans, Ca-01, Ca-03 y Ca- 04, frente a diferentes concentraciones del extracto de alcaloides totales de hojas de D. vallicola.

En la Figura 14 se presentan los porcentajes de inhibición de los aislados Ca-01, Ca-

03 y Ca-04 de C. albicans. Al igual que en los ensayos con K. pneumoniae, se evidenció un

efecto inhibitorio dependiente de la concentración, confirmado mediante correlación de Pearson (p < 0,05), ANOVA de una vía y la prueba de comparaciones múltiples de Tukey. La prueba de Shapiro-Wilk confirmó nuevamente distribución normal de los datos; sin embargo, a diferencia de los aislados bacterianos, la prueba de Bartlett no detectó diferencias estadísticamente significativas entre las varianzas de los tres aislados (p = 0,7238), lo que

refleja una respuesta relativamente homogénea de los aislados de C. albicans frente al extracto. Esta ausencia de diferencias entre varianzas también fue corroborada mediante la prueba de Brown-Forsythe (F = 0,1951; p = 0,8277), la cual confirmó la igualdad de varianzas entre los tres aislados y validó el cumplimiento de los supuestos del ANOVA de una vía En la tabla 3 se observan los valores de CMI90 del EAT de las hojas de Duguetia vallicola, frente a aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae y Candida albicans. Tabla 3. Concentración mínima inhibitoria CMI90 del extracto de alcaloides de hojas de D. vallicola (μg/mL) frente a aislados clínicos de K. pneumoniae y C. albicans tras 24 horas de tratamiento.

Microorganismo Aislado clínico CMI₉₀ (µg/mL) Klebsiella pneumoniae Kp-40

1762

Kp-41

1765

Candida albicans Ca-01

3236

Ca-03

3640

Ca-04

3865

Para K. pneumoniae, los valores de CMI₉₀ fueron de 1762 µg/mL (Kp-40) y 1765 µg/mL (Kp-41); para C. albicans, los valores de CMI₉₀ oscilaron entre 3236 µg/mL (Ca-01) y 3865 µg/mL (Ca-04), siendo en promedio más elevados que los observados para K. pneumoniae, lo que sugiere una mayor susceptibilidad de la bacteria al extracto de alcaloides en comparación con la levadura. A diferencia de lo observado en K. pneumoniae, el análisis de varianza de una vía evidenció diferencias estadísticamente significativas entre los aislados de C. albicans (F = 7,413; p = 0,0239), y la prueba post hoc de Tukey permitió identificar que estas diferencias se concentran específicamente entre los aislados Ca-01 y Ca-04 (p = 0,0212), mientras que las demás comparaciones no resultaron significativas. Esto indica que, aunque los

tres aislados de C. albicans son sensibles al extracto, su grado de susceptibilidad varía de manera particular entre cepas.

En ambos microorganismos se identificó una relación lineal fuerte y positiva entre la concentración del extracto y el porcentaje de inhibición del crecimiento, de acuerdo con los coeficientes de correlación de Pearson obtenidos (r = 0,87-0,87 para K. pneumoniae; r = 0,88- 0,90 para C. albicans), todos ellos con un valor de p < 0,05, lo que respalda con un 95 % de confianza la existencia de una relación dosis-dependiente entre las concentraciones evaluadas y la actividad inhibitoria observada.

En los resultados de K. pneumoniae, este patrón es consistente con el comportamiento reportado por Contreras et al. (2024), quienes reportaron actividad antibacteriana de los extractos etanólicos de madera y corteza de esta especie frente a aislados clínicos de Pseudomonas aeruginosa, en donde el efecto inhibitorio también resultó directamente proporcional a la concentración del extracto empleado, y al comparar estos valores con los obtenidos en el presente estudio para el extracto de alcaloides totales de hojas, se observa que las CMI₉₀ se ubican dentro del rango medio reportado para los extractos de madera y corteza —Madera (MIC₉₀): mínimo = 180 (CLI 15), máximo = 3800 (CLI 12). Corteza (MIC₉₀): mínimo = 62.5 (CLI 57), máximo = 6300 (CLI 12)— frente a P. aeruginosa, lo que sugiere que el extracto de hojas posee una capacidad inhibitoria comparable a la descrita para otros órganos de la planta frente a bacterias Gram negativas.

Por otra parte, en D. vallicola, se han caracterizado alcaloides específicos en hojas, como la glaziovina, la N-metillaurotetanina, la isoboldina, la isocoridina y la discretina, varios de los cuales pertenecen a familias estructurales —aporfinas y protoberberinas— previamente asociadas con actividad antimicrobiana en otras especies de Annonaceae (Pérez et al., 2004; Arango et al., 2004; Pérez et al., 2005).

Para C. albicans, estos resultados son coherentes con los obtenidos por Monterrosa (2024), en el cual se reportó que los extractos etanólicos de corteza y madera de D. vallicola presentan valores de CMI90 entre 1704 y 2933 μg/mL frente a aislados clínicos de C. albicans. Es importante destacar que, en el estudio de referencia, los extractos etanólicos de corteza y madera son mezclas complejas de compuestos polares y medianamente polares, mientras que el extracto de DCM de hojas del presente estudio es más selectivo hacia compuestos menos polares como los alcaloides aporfínicos.

6.

CONCLUSIÓN

Se obtuvieron los alcaloides totales de las hojas de Duguetia vallicola mediante el método clásico de extracción ácido-base con diclorometano, alcanzando un rendimiento del 0,48 %. El extracto mostró actividad antimicrobiana frente a aislados clínicos de Klebsiella pneumoniae y Candida albicans, evidenciando una respuesta dependiente de la concentración. Estos resultados constituyen el primer reporte de actividad antimicrobiana de los alcaloides totales de las hojas de D. vallicola, ampliando el conocimiento sobre el potencial biológico de esta especie y respaldando el papel de los alcaloides isoquinolínicos de la familia Annonaceae como agentes bioactivos de interés terapéutico.

7.

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