I
ELABORACIÓN DE BIOPLÁSTICO A PARTIR DEL ALMIDÓN EXTRAÍDO DE
SEMILLAS DE Caesalpinia ébano
Presentado por:
ANGELA ROSA ZAMBRANO VELÁSQUEZ
Director (a) JENNIFER LAFONT MENDOZA Ph.D.
UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA
MONTERÍA – CÓRDOBA
2026
II
ELABORACIÓN DE BIOPLÁSTICOS A PARTIR DEL ALMIDÓN EXTRAÍDO DE
SEMILLAS DE Caesalpinia ébano
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TÍTULO DE QUÍMICO
Presentado por:
ANGELA ROSA ZAMBRANO VELÁSQUEZ
Director (a) JENNIFER LAFONT MENDOZA Ph. D
UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA
MONTERÍA – CÓRDOBA
2026
III
IV
DEDICATORIA
A Dios, por bendecirme con salud, esperanza y sabiduría; por guiarme en cada paso, llenarme de paz en los momentos de angustia y darme la fuerza necesaria para culminar esta etapa de mi vida.
A mi madre Elizabeth Velásquez Muñoz por su amor, su apoyo incondicional y esa sabiduría con la que has guiado cada paso de mi vida. Gracias por llenar mi corazón de alegría y enseñarme a luchar con perseverancia para alcanzar mis metas. Este logro es el reflejo de tu esfuerzo, de tu ejemplo y los valores que has sembrado en mí para convertirme en la persona que soy. Eres mi refugio, mi fortaleza y la motivación de mi vida A mi padre Ángel Fidel Zambrano por enseñarme que cuando todo se derrumba, siempre existe una manera de salir adelante. Gracias por tu amor, por creer en mí y por enseñarme que los sueños se construyen con disciplina, determinación y constancia.
A mi hermana Yelyzabeth Zambrano por ser mi compañera de aventuras, gracias por todas las risas, por tu alegría, por las enseñanzas juntas y por siempre estar a mi lado porque tu presencia ha hecho más hermoso este camino.
A mis abuelos por cada consejo, cuidado y ser ejemplos de superación lo cual ha inspirado a esforzarme y cumplir mis metas.
A Jorge Ruiz, por su amor, su comprensión, sus palabras de aliento y por celebrar conmigo cada triunfo y permanecer a mi lado en los momentos difíciles.
V
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a mi familia por su amor, apoyo y enseñanzas que me han acompañado a lo largo de mi vida A mi directora, Jennifer Lafont Mendoza por su dedicación, conocimiento, consejos y sabiduría que han sido esenciales para la realización de este trabajo. Su enseñanzas y guía me han permitido aprender, crecer y fortalecerme tanto personal como profesional.
A la Universidad de Córdoba y a todos los profesores perteneciente al departamento de química por brindarme los conocimientos, las herramientas y orientación necesaria para mi formación profesional y personal Al grupo de Fisicoquímica Orgánica en la línea de Biocombustibles por permitirme ser parte de este grupo de investigación lo cual ha sido fundamental para cumplir los objetivos de este trabajo, Darío Doria por todos los conocimientos que contribuyeron a mi aprendizaje y desarrollo de esta investigación.
A la profesora Amelia Andrea Espitia por creer en mí, por responder mis preguntas, orientarme y ayudarme a mejorar. Su apoyo constante, paciencia y disposición hicieron que este proyecto y mi aprendizaje fueran más sólidos y enriquecedores.
A mis amigos, Danna y Drezner, compañeros en este camino académico, por compartir conmigo risas, desvelos, momentos de incertidumbre y la certeza de que no estaba sola en este proceso. Su apoyo, amistad y compañerismo hicieron que cada desafío fuera más llevadero. Finalmente, agradezco a mis compañeros de estudios y a todas las personas que contribuyeron de alguna manera a mi crecimiento académico y personal, quienes, con su ayuda, sus consejos y orientación me alentaron a lograr esta hermosa realidad.
VI
TABLA DE CONTENIDO
INTRODUCCIÓN
1
OBJETIVOS
3
2.1.
GENERAL
3
2.2.
ESPECÍFICOS
3
ANTECEDENTES
4
MARCO TEÓRICO
8
4.1.
GENERALIDADES DEL ÁRBOL
8
4.1.1 Descripción
8
4.1.2 Taxonomía
12
4.1.3 Importancia Ecológica
13
4.2.
ALMIDÓN
14
4.2.1 Composición del almidón
15
4.2.2 Procesos hidrotérmicos del almidón
17
4.3.
MÉTODOS DE EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN
19
4.3.1 Método de molienda húmeda
19
4.3.2 Método de molienda seca
20
4.4.
CARACTERIZACIÓN
DEL
ALMIDÓN
DE Caesalpinia ebano
MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
21
4.5.
BIOPLÁSTICO
22
4.6.
CLASIFICACIÓN DE BIOPLÁSTICO
22
4.6.1 De base biológica y biodegradable
23
4.6.2 De base biológica y no biodegradable
24
4.6.3 Derivados del petróleo y biodegradable
VII
4.7.
ADITIVOS EMPLEADOS PARA LA FORMACIÓN DE BIOPLÁSTICOS
24
4.7.1 Copolímeros
25
4.7.2 Plastificantes
25
4.7.3 Agente reticulante
26
4.8.
PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DEL BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE
Caesalpinia ebano
27
4.8.1 Contenido de humedad (H)
27
4.8.2 Solubilidad en agua (SA)
27
4.8.3 Absorción de agua (AA)
28
4.8.4 Biodegradabilidad en suelo
28
4.9.
CARACTERIZACIÓN
DEL BIOPLASTICO DE
Caesalpinia ebano
MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
29
SECCIÓN EXPERIMENTAL
30
5.1.
RECOLECCIÓN Y PRETRATAMIENTO DE SEMILLAS DE Caesalpinia ebano
30
5.2.
EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN
31
5.3.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
32
5.4.
ELABORACIÓN DE BIOPLÁSTICO
33
5.5.
PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DE BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
34
5.5.1 Contenido de agua (H)
34
5.5.2 Solubilidad en agua (SA)
35
5.5.3 Absorción de agua (AA)
36
5.5.4 Biodegradabilidad en suelo
37
5.6.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE BIOPLÁSTICO DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
MEDIANTE ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
VIII
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
39
6.1.
EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
39
6.2.
ESPECTROSCOPÍA INFRARROJA (IR) DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
40
6.3.
OBTENCIÓN DE BIOPLASTICOS A PARTIR DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
42
6.4.
PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DE BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
43
6.4.1 Contenido de humedad (H)
43
6.4.2 Solubilidad en agua (SA)
44
6.4.3 Absorción de agua (AA)
46
6.4.4 Biodegradabilidad en suelo
47
6.5.
ESPECTROSCOPÍA INFRARROJA (IR) DE BIOPLASTICO DE ALMIDÓN
49
6.6.
USO POTENCIALES DEL BIOPLASTICO OBTENIDO DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
50
CONCLUSIONES
51
RECOMENDACIONES
53
BIBLIOGRAFIA
IX
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Clasificación taxonómica de Caesalpinia ebano. .......................................................... 12 Tabla 2. Extracción de almidón de la semilla de Caesalpinia ebano por el método de molienda húmeda. ................................................................................................................................. 39 Tabla 3. Propiedades físicas de las biopelículas elaborada a partir de almidón de Caesalpinia ebano. .................................................................................................................................... 42 Tabla 4. Contenido de humedad de las películas de bioplástico elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano. ............................................................................................................... 43 Tabla 5. Solubilidad en agua de las películas bioplásticas elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano. ............................................................................................................... 45 Tabla 6. Absorción de agua de las películas bioplástica elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano. ............................................................................................................... 46 Tabla 7. Variación de masas de bioplásticos de Caesalpinia ebano con relación al tiempo en suelo.
............................................................................................................................................... 47
Tabla 8. Biodegradabilidad en suelo de bioplásticos del almidón de Caesalpinia ebano. .......... 48 Tabla 9. Usos Potenciales según las propiedades químicas del bioplástico de Caesalpinia ebano
............................................................................................................................................... 50
X
TABLAS DE FIGURAS
Figura 1. Árbol de Caesalpinia ebano ........................................................................................... 9 Figura 2. Corteza de Caesalpinia ebano. ..................................................................................... 10 Figura 3. Hojas compuestas de Caesalpinia ebano ..................................................................... 11 Figura 4. Flores de Caesalpinia ebano ........................................................................................ 11 Figura 5. Frutos maduros de Caesalpinia ebano. ........................................................................ 11 Figura 6. Semillas de Caesalpinia ebano .................................................................................... 11 Figura 7. Gránulos de almidón nativo observados por microscopía electrónica de barrido (MEB) y luz polarizada: (e) maíz; (f) plátano verde. ........................................................................ 14 Figura 8. Estructura de la amilosa. .............................................................................................. 16 Figura 9. Estructura de la amilopectina. ...................................................................................... 16 Figura 10. Etapas del proceso de gelatinización del almidón. ..................................................... 18 Figura 11. Transiciones de fases del almidón durante los procesos del calentamiento y enfriamiento .......................................................................................................................... 19 Figura 12 A) Frutos maduros de Caesalpinia ebano, B) Semillas con cáscara, C) Semillas descascaradas. ....................................................................................................................... 31 Figura
13.
A) Agitación, B) Tamizado, C) Almidón de semillas Caesalpinia ebano…………………………………………………………………………………..……32
XI
Figura 14. A) Elaboración de las películas, B) Bioplástico de almidón de semillas de Caesalpinia ebano ..................................................................................................................................... 33 Figura 15. Determinación del contenido de humedad de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. A) Muestra inicial (m1), B) Muestra final (m2). .................................. 35 Figura 16. Determinación de absorción de agua de los bioplásticos de almidón de semillas de Caesalpinia ebano. A) muestras iniciales (Wi), B) inmersión en agua destilada................. 36 Figura 17. Determinación de biodegradabilidad en suelo de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. A) Muestra Inicial (Mi); B) Acondicionamiento de las muestras en el suelo.) .................................................................................................................................... 37 Figura 18. Determinación de biodegradabilidad en suelo de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. C) Muestras Finales (Mf) ..................................................................... 38 Figura 19. Espectro infrarrojo del almidón extraído de semillas de Caesalpinia ébano. ............ 41 Figura 20. Espectro infrarrojo (IR) del bioplástico a base de almidón de Caesalpinia ebano. ... 49
XII
RESUMEN
El árbol de Caesalpinia ebano popularmente denominado ébano, es maderable y ampliamente utilizado en ebanistería llevándolo a estar en peligro de extinción; actualmente es usado como sombra en potreros en sistemas silvopastoriles y recuperación de terreno; sus semillas caen abundantemente del árbol y son subutilizadas; por tal motivo se busca su aprovechamiento. El objetivo del presente trabajo es desarrollar un bioplástico biodegradable a base de almidón de semillas de Caesalpinia ebano evaluando sus propiedades físicas y químicas, y proponiendo sus posibles aplicaciones. Para ello, el proceso inició con la recolección de los frutos o vainas del árbol de Caesalpinia ebano en la ciudad de Montería, seguido se extrajeron las semillas, se secaron y trituraron para la obtención de la harina. A partir de esta, se extrajo el almidón empleando el método de molienda húmeda; se caracterizó estructuralmente por espectroscopia infrarroja (IR), se elaboró el bioplástico por el método de casting empleando un plastificante y aditivos; se identificó los grupos funcionales mediante espectroscopia infrarroja; se midieron las propiedades físicas y químicas como contenido de humedad, solubilidad en agua, absorción de agua y biodegradabilidad en suelo. Se encontró un porcentaje de extracción de almidón de 3.3189%. El espectro de infrarrojo del almidón presentó bandas en 2923.43 cm⁻¹,1001.12 cm-1 y 1640.41 cm-1 las cuales corresponde a las vibraciones de los grupos funciones tales como O-H, C-H y C-O-C respectivamente confirmando la composición del polisacárido. Las películas de bioplástico obtenidas tuvieron espesores promedio de 0.8467 mm; mediante espectroscopía infrarroja (IR) se confirmó la presencia de grupos funcionales característicos evidenciando así la interacción entre el almidón y los componentes del bioplástico. Con base en los resultados obtenidos, el contraste con las bases teóricas y el análisis de los resultados se concluye que el método extracción de almidón mediante la molienda húmeda es apropiado para las semillas de Caesalpinia ebano. Así Así mismo el método casting empleado permitió la obtención de bioplástico con superficies homogéneas, translucidas y flexibles; los espectros de infrarrojo fueron fundamentales para la identificación de los grupos funcionales tanto del almidón como del bioplástico; las propiedades físicas y químicas realizadas orientan usos potenciales como empaques biodegradables, recubrimientos agrícolas y cápsulas solubles, ofreciendo una alternativa para reducir el impacto ambiental causado por los plásticos derivados del petróleo.
Palabras Claves: Caesalpinia ebano, almidón, bioplástico, polímeros, propiedades químicas
INTRODUCCIÓN
Caesalpinia ébano es una especie originaria de los bosques tropicales de Colombia perteneciente a la familia Fabaceae, que puede alcanzar hasta 18 metros de alturas; su corteza es moteada en tonos verdes y grises similar a la del guayabo y presenta una copa aparasolada con follaje translúcido compuesto por hojas bipinnadas dispuesta de forma alternas y dísticas, lo que permite el paso de la luz y favorece su utilización como árbol de sombra en zonas ganaderas. Es reconocido por su madera de color oscuro con alta dureza, características que han favorecido su uso en la ebanistería y en la elaboración de artesanías de alta calidad lo que ha ocasionado una disminución de sus poblaciones situándola actualmente en peligro de extinción. Sus frutos son legumbres gruesas, que generalmente miden entre 6 a 8 cm de longitud y contiene varias semillas de color café (Gómez & Puche, 2020).
A pesar de su disponibilidad, las semillas carecen de valor comercial y se descartan como desecho, perdiéndose en el entorno natural; este limitado uso se debe a la escasez de estudios que aborden su potencial en el desarrollo de aplicaciones sostenibles que garantice su preservación. Frente a esta situación, el presente trabajo de investigación se enfoca en el aprovechamiento de recursos naturales subutilizados como es el caso de las semillas de Caesalpinia ébano mediante su uso como fuente de almidón para la obtención de plásticos biodegradables. En este sentido, los bioplásticos provenientes de polímeros naturales como el almidón se han convertido en una alternativa sostenible e innovadora frente a los plásticos convencionales, donde su uso desmedido y la persistencia de sus residuos han desencadenado una crisis mundial de contaminación ambiental, la cual altera el equilibrio dinámico de los ecosistemas y amenaza gravemente la salud de los seres vivos (Santana et al., 2025).
El bioplástico fue obtenido a partir del almidón de las semillas de Caesalpinia ebano empleando el método de casting con excelentes propiedades lo cual le provee potenciales utilidades en empaques biodegradables, recubrimientos agrícolas y cápsulas solubles. La producción de bioplásticos de Caesalpinia ebano representa una estrategia clave para avanzar de una economía lineal hacia un modelo circular que priorice la protección de los ecosistemas y fomente la reutilización de recursos. Estos materiales tienen la capacidad de descomponerse mediante procesos enzimáticos y la acción de microorganismos, lo que permiten disminuir la acumulación
de residuos sólidos en suelos y sistemas hídricos, evitando la liberación de microplásticos y nanoplásticos que afectan tanto la salud humana como la fauna.
Por otra parte, al provenir de fuente renovable, la fabricación de bioplástico contribuye a reducir la dependencia de los combustibles fósiles y minimiza las emisiones de gases de efecto invernadero asociada al ciclo de vida de los plásticos sintéticos (Huang et al., 2025; Islam et al.,
2024).
OBJETIVOS
2.1. GENERAL
• Obtener un bioplástico biodegradable a partir del almidón extraído de las semillas de
Caesalpinia ebano mediante un proceso de molienda húmeda ofreciendo una alternativa sostenible a los plásticos convencionales.
2.2. ESPECÍFICOS
• Extraer el almidón presente en las semillas de Caesalpinia ébano por método de molienda
húmeda.
• Identificar los grupos funcionales presentes en la estructura del almidón a través de
espectroscopia infrarroja (IR).
• Elaborar bioplástico a partir del almidón de Caesalpinia ébano mediante el método casting.
• Determinar las propiedades físicas y químicas del bioplásticos tales como, contenido de
humedad, solubilidad en agua, absorción de agua y biodegradabilidad en suelo.
• Identificar
estructuralmente los grupos funcionales del bioplástico mediante espectroscopia infrarroja (IR).
• Proponer usos potenciales del bioplástico obtenido a partir del almidón de semillas de
Caesalpinia ébano.
ANTECEDENTES
Colombia es un país con una amplia diversidad de ecosistemas, lo cuales se caracterizan por albergar grandes variedades de especies de árboles con alto valor ecológico y económico. Esta riqueza forestal representa un importante potencial para el aprovechamiento sostenibles de los recursos naturales. Sin embargo, gran parte de las especies nativas carecen de estudios que permita conocer sus posibles aplicaciones. Tradicionalmente, el aprovechamiento en el país se ha centrado en especies de alto valor maderable, dejando de lado otros recursos vegetales que podrían representar alternativas sostenibles para el desarrollo de nuevos productos con bajo impacto ambiental.
Entre estas especies poco aprovechadas se encuentra el Caesalpinia ébano, un árbol exclusivo de la región caribe el cual se distingue por su madera dura y de tonalidad oscura, ampliamente valorada en la ebanistería, la construcción y la elaboración de artesanías. No obstante, la sobreexplotación de su madera y la deforestación de su hábitat han contribuido a la disminución de sus poblaciones naturales, lo que ha llevado a que actualmente se considere en riesgo de extinción. A pesar del valor comercial de su madera, otras partes del árbol, como los frutos y las semillas, no han sido objeto de un aprovechamiento significativo (Calle & Murgueitio, 2020). Las semillas de Caesalpinia ébano podrían representar una fuente potencial de compuestos de interés industrial, entre ellos el almidón, un polisacárido natural ampliamente utilizado en la producción de materiales biodegradables. Para respaldar este enfoque, se han registrado varios estudios pertinentes acerca de la producción y caracterización de bioplásticos provenientes de almidones vegetales. Los hallazgos de estos estudios posibilitan establecer comparaciones y fundamentos científicos para la propuesta actual.
La producción de películas basada en polímeros con usos en el empaquetado de alimentos fue tratada en la investigación realizada por Kowser et al. (2025). Los autores desarrollaron dos sistemas: el primero, que contenía glicerol como plastificante, ácido acético (vinagre), agua destilada y almidón de maíz; el segundo sistema, con los mismos componentes en la misma cantidad, pero fortalecido con nanopartículas de plata metálica (0.3 g). Los ensayos de biodegradabilidad en la tierra demostraron que la película reforzada se descompone más
lentamente, lo que extiende su vida útil. Los experimentos in vitro a nivel de microbiología revelaron que la inclusión de plata aumenta la actividad antimicrobiana contra Escherichia coli y Staphylococcus aureus, con porcentajes de reducción del 44 % y el 50 %’ respectivamente. Por otro lado, Sultan et al. (2024) en un estudio realizado en Pakistán sintetizaron biopelículas a partir del almidón extraído tanto de la pulpa (PU) como de la cáscara (PE) de Solanum tuberosum (papa). En esta misma línea el estudio mediante microscopía electrónica de barrido (SEM) evidenció una morfología superficial más homogénea y con menor número de poros a diferencia con la formulación sin nanopartículas, confirmando la influencia de la fase inorgánica en la microestructura del bioplástico. Mediante la variación de concentraciones de agua, ácido acético y glicerina, obtuvieron diferentes formulaciones, posteriormente caracterizadas en términos de espesor, densidad, opacidad, contenido de humedad, absorción y solubilidad en agua, biodegradabilidad en suelo y resistencia a la tracción.
Los resultados confirmaron la viabilidad del almidón de papa como materia prima, obteniéndose un rendimiento de extracción del 43 % a partir de la pulpa. Se observó además que el aumento de glicerina generó variaciones significativas en la flexibilidad, biodegradabilidad y opacidad de las películas. Las micrografías (SEM) corroboraron la homogeneidad estructural de las películas derivadas de la cáscara, las cuales presentaron mayor resistencia mecánica y estabilidad frente al agua, en comparación con las obtenidas a partir de la pulpa.
De acuerdo con Enwere et al. (2024) en Nigeria evaluaron el almidón extraído del ñame silvestre (Caladium bicolor) como materia prima para bioplásticos. El material fue procesado con gelatina, glicerina, aceite vegetal y ácido acético, obteniéndose biopelículas con espesores superiores a 270 μm, adecuados para aplicaciones en envases. Estas matrices poliméricas exhibieron alta resistencia a la tracción y elongación al romperse, además de un bajo contenido de humedad y solubilidad reducida en agua. En términos de biodegradabilidad, los ensayos demostraron un 70 % de descomposición en siete días bajo condiciones de suelo, confirmando el potencial del almidón de C. bicolor para aplicaciones sostenibles.
Lopes et al. (2023) crearon películas bioplásticas termosellables para el empacado de alimentos con un elevado contenido en lípidos, usando una combinación de polvo de algarroba y almidón extraído de los lodos de lavado de papa. La dispersión se gelatinizó en agua destilada con glicerol como plastificante. Las películas obtenidas demostraron su capacidad para conservar productos
como queso y galletas de avena, ya que controlaban la pérdida de humedad, preservaban las propiedades organolépticas durante el almacenamiento y reducían la oxidación. Además, se observaron propiedades funcionales significativas, como la alta rigidez estructural, la capacidad de absorber agua de manera controlada, una barrera parcial contra la radiación UV y la habilidad para neutralizar compuestos volátiles. Estos hallazgos señalan que la sinergia entre polisacáridos y subproductos de la agroindustria beneficia el diseño de bioplásticos con funciones avanzadas y potencial para ser utilizados en el envasado activo de alimentos. En India Behera et al. (2021) llevaron a cabo el desarrollo de biopelículas utilizando almidón de ñame (Dioscorea spp.) como recurso base y bentonita en diversas concentraciones como agente de refuerzo, con la finalidad de analizar cómo su efecto incidía en las propiedades mecánicas y estructurales del material. Las películas fueron adquiridas a través de la técnica de colada con solvente (casting). Las formulaciones con concentraciones de bentonita del 1 % y 1.5 %, según el análisis SEM (microscopía electrónica de barrido) mostraron superficies lisas compactas y una distribución uniforme del relleno en la matriz polimérica, lo cual aumentó la estabilidad estructural y, por ende, optimizó las propiedades mecánicas del bioplástico.
La biodegradabilidad en condiciones de suelo mostró que la formulación sin bentonita tuvo una descomposición lenta durante los primeros 50 días, mientras que la formulación con un 1.5 % de bentonita (B3) presentó una degradación más veloz y eficaz; esto evidencia que añadir cargas minerales puede alterar el comportamiento degradativo del material. Por otro lado, Arévalo Caiza (2021) analizó la producción de películas bioplásticas a través de la decantación por vía húmeda con almidón obtenido de arveja piquinegra (Pisum sativum L). La extracción demostró que los tratamientos con un tiempo más corto y una velocidad de centrifugación más alta brindaron un rendimiento ideal, lo cual facilitó la recuperación eficiente del almidón. El almidón es apto para usos alimentarios, como lo evidenció la caracterización fisicoquímica, proximal y microbiológica. Después se crearon láminas bioplásticas con variaciones en la proporción entre glicerina y almidón, logrando materiales con una resistencia mecánica apropiada. Estas películas se evaluaron como coberturas para frutas (uvas) y demostraron tener una capacidad de conservación más alta que las muestras sin tratar, lo que pone de relieve su utilidad en empaques biodegradables dirigidos al sector agroalimentario.
La revisión de las investigaciones anteriores revela que hay un vacío de conocimiento, porque son limitadas las indagaciones dirigidas a la extracción y caracterización del almidón de las semillas de Caesalpinia ébano como materia prima para producir bioplásticos. Este recurso vegetal ha sido subestimado a lo largo de la historia es por ello que permite la oportunidad de investigar su uso en el diseño de materiales poliméricos sustentables.
En resumen, los antecedentes revisados indican que la elección de la fuente de almidón y la incorporación de aditivos plastificantes o reforzantes afectan directamente las propiedades físicas, químicas, mecánicas y de biodegradabilidad de los biopolímeros. Con el fin de diversificar la base de materias primas y mejorar las características de los bioplásticos destinados a usos industriales, la evidencia científica apoya el estudio de nuevas especies vegetales que se utilizan poco, como el Caesalpinia ébano.
MARCO TEÓRICO
4.1. GENERALIDADES DEL ÁRBOL
El Caesalpinia ébano, conocido también como ébano, granadillo, morado o tanamé, es una especie arbórea nativa de Colombia, propia de los bosques secos tropicales (Herrera, 2019). Se caracteriza por presentar un crecimiento moderado y una larga longevidad, que puede alcanzar hasta 60 años. Es un árbol caducifolio, es decir, pierde sus hojas durante ciertas épocas del año como una estrategia adaptativa frente a las condiciones áridas y las limitaciones de agua típicas de este ecosistema (Bolivariano, 2022). A continuación, la descripción del árbol de Caesalpinia ébano, como son las hojas, tronco, flores, frutos, así como la taxonomía e importancia ecológica.
4.1.1 Descripción
El árbol de Caesalpinia ébano H. Karst perteneciente a la familia Fabaceae, es una especie exclusiva de la región Caribe de Colombia donde se desarrolla específicamente en bosques seco tropicales; su presencia es especialmente notoria en los departamentos de Guajira, Magdalena, Córdoba, Cesar, Atlántico y Antioquia las cuales poseen condiciones climáticas que favorecen su crecimiento de forma óptima (Calle & Murgueitio, 2020). Generalmente prospera entre los 0 y 1000 m.s.n.m. en zonas secas y se adapta a condiciones húmedas, alcanzando los 1500 m.s.n.m. Asimismo, logra tolera suelos pobres y arenosos siempre que estén bien drenados e incluso puede resistir encharcamientos por cortos periodos (López et al., 2016). Gracias a su alta capacidad de adaptación, el ébano logra establecerse tanto en ambientes secos como húmedo. En cuanto su desarrollo, presenta un crecimiento inicial rápido, que posteriormente se vuelve medio; puede superar los 18 metros de altura y en bosques primitivos puede alcanzar 40 metros. Este árbol (Figura 1), posee ramas que se abren en una copa es aparasolada y de follaje translúcido permitiendo que pase la luz, lo cual facilita su uso para dar sombra en potreros o cultivos (Gómez & Puche, 2020).
Figura 1. Árbol de Caesalpinia ebano. (Fuente: Elaboración propia)
El tronco, se caracteriza por ser recto y liso de color grisáceo, que alcanza los 40 cm de diámetro; al cumplir cuatro años aproximadamente su corteza (Figura 2) externa presenta tonalidades multicolor de parches blanquecinos, grises y verde oliva, con placas escamosas, que se desprenden como laminas. La madera (Figura 2) es de color oscuro, de alta calidad, que posee una notable resistencia y brillo natural lo que permite su uso en áreas como la ebanistería y en la elaboración de incrustaciones. El exceso de explotación de la misma, lo ha llevado a estar actualmente en peligro de extinción catalogado en categoría en peligro (EN A2cd) debido principalmente a la explotación de su madera durante siglos pasados, con mayor velocidad a la del sembrado de esta especie, lo que ha reducido drásticamente sus poblaciones en su hábitat natural (Cárdenas & Salinas, 2007; Gómez & Puche, 2020).
A B
Figura 2. A) Corteza del árbol de Caesalpinia ebano, B) Corte de madera del árbol de Caesalpinia ebano (Fuente: Bolivariano, 2022).
Las hojas (Figura 3) son bipinnadas propias de una especie caducifolia, de color verde, están dispuestas de forma alternas y dísticas conformadas por numerosos folíolos elípticos, que miden aproximadamente 1 cm de largo. Posee flores pequeñas (Figura 4), de color amarrillo intenso con pintas rojas agrupadas en racimos axilares y producen néctar por lo que atraen polinizadores como mariposas y abejas (Gómez & Puche, 2020). Los frutos (Figura 5) son unas legumbres gruesas y duras con textura brillante y lisa de color café al madurar con una longitud de entre 6 y 8 cm contienen de 2 a 6 semillas (Figura 6) con forma ovoide y lisas, su tamaño y grosor varían según las condiciones ambientales y las características del suelo. Se ha notado semillas con tamaño de 4 a 6 mm las cuales tienden a germinar más rápido que las semillas con un tamaño menor de 2 a 3 mm donde se recomienda remojar las semillas en agua durante un día antes de la siembra para promover su germinación (Salamanca, 2016).
Figura 3. Hojas del árbol de Caesalpinia ebano. (Fuente: EIA University, 2014)
Figura 4. Flores del árbol de Caesalpinia ebano. (Fuente: EIA University, 2014)
Figura 5. Frutos del árbol de Caesalpinia ebano. (Fuente: EIA University, 2014)
Figura 6. Semillas del árbol de Caesalpinia ebano. (Fuente: Calle & Murgueitio, 2020)
4.1.2
Taxonomía De acuerdo con la descripción realizada por Gustav Karsten en 1863, quien clasificó la especie de Caesalpinia ebano. como perteneciente al Reino Plantae, División Magnoliophyta, Orden Fabales, y Género Caesalpinia, como se presenta en la Tabla 1.5963
Tabla 1. Clasificación taxonómica de Caesalpinia ebano (Benavides & Castro, 2024).
TAXONOMÍA
Reino:
Plantae.
Subreino:
Tracheobionta.
División:
Magnoliophyta.
Clase:
Magnoliopsida.
Orden:
Fabales.
Familia:
Fabaceae.
Subfamilia:
Caesalpinioideae.
Tribu:
Caesalpinieae.
Género:
Caesalpinia.
Especie:
Caesalpinia ébano.
El género Caesalpinia agrupa un conjunto diverso de árboles y arbusto perteneciente a la familia Fabaceae, reconocido por su amplia distribución en regiones tropicales y subtropicales. Está constituido por más de 500 especies registradas, que generalmente prosperan en ecosistemas de clima cálido y secos donde su habitad natural incluye bosques tropicales, praderas arboladas y zonas costeras. Estas especies se encuentran con frecuencia en el caribe, Centroamérica, Sudamérica y el sur de África (Caesalpinia, 2015; Lopez-Pazos et al., 2021).
Los grupos vegetales perteneciente al género Caesalpinia son reconocidos por sus características morfológicas como las hojas verdes con disposición pinnadas, ramas en forma de cono; poseen flores vistosas en forma de racimos que presentan diferentes colores desde el amarrillo hasta el rojo intenso y sus frutos son vainas dehiscentes que contiene semillas duras. Además, diversas especies de este género presentan una amplia gama de sustancias bioactivas como polisacáridos, derivados fenólicos, saponinas, flavonoides y terpenoides, entre otros compuestos con propiedades farmacológicas (Pournaghi et al., 2020). Asimismo, algunas variedades botánicas son cultivadas como plantas ornamentales por la belleza y colorido de sus flores, mientras que otras se valoran por aplicaciones en la agricultura y producción animal (Lopez-Pazos et al., 2021).
4.1.3
Importancia Ecológica La importancia ecológica del árbol de Caesalpinia ebano sus raíces presentan nódulos en el que se encuentran micorrizas las cuales facilitan la asimilación de nitrógeno atmosférico, lo que contribuye al enriquecimiento y fertilización natural del suelo, razón por la cual la especie resulta adecuada para sistemas silvopastoriles y su combinación con pastos destinados a la ganadería. Asimismo, desempeña un papel fundamental en el ecosistema, ya que diversas especies de fauna local utilizan el área bajo su copa como zona de alimentación y refugio, especialmente en ambientes secos donde la disponibilidad de sombra es limitada, entre las especies que suelen aprovechar estas condiciones se encuentran mamíferos como la guartinaja, el ñeque, el saíno y la ardilla, así como aves como la guacamaya roja, la guacamaya azul, el perico, el loro y la cotorra. (Salamanca, 2016; Fernando, 2020).
Adicionalmente, C. ebano se considera una especie retenedora de carbono debido a la lenta degradación de su tejido leñoso, lo que contribuye significativamente a la mitigación del cambio climático. Sus hojas también poseen valor etnobotánico, ya que son utilizadas tradicionalmente en baños para aliviar espasmos musculares, reflejando su uso medicinal ancestral. Por otra parte, la madera de C. ebano es altamente apreciada por su resistencia, densidad y durabilidad, siendo considerada una “madera de calidad” adecuada para diversos fines artesanales, agrícolas y constructivos (Gualdrón, 2011; López et al., 2016).
4.2. ALMIDÓN
El almidón es el principal polisacárido de reserva de carbono en las plantas, se encuentra almacenado en forma de gránulos semicristalinos en diferentes partes de la planta, como en las hojas, frutos, semillas, en algunos tallos y raíces, para abastecerse de energía durante crecimiento, desarrollo o en épocas de estrés (Cornejo-Ramírez et al., 2018).
Tiene múltiples aplicaciones en distintas industrias como la alimentaria, papelera, textil o farmacéutica teniendo en cuenta su versatilidad, su disponibilidad y sus valiosas propiedades fisicoquímicas que lo sitúan como un recurso estratégico y básico (Ai & Jane, 2017). La forma, tamaño, la estructural y la composición de estas dos macromoléculas dependen de órgano donde se almacena y del origen de la especie vegetal, lo que influye significativamente en sus propiedades fisicoquímicas. Generalmente se afirma que los almidones normales contienen del 20 al 30% de amilosa y 70-80% de amilopectina encontrándose predominante en especies como legumbres, tubérculos, cereales y raíces (Cornejo-Ramírez et al., 2018; Koczoń et al., 2022).
Figura 7. Gránulos de almidón nativo observados por microscopía electrónica de barrido (MEB) y luz polarizada: (e) maíz; (f) plátano verde. Escala: 20 μm. (Fuente: Ai & Jane, 2017)
En general, el tamaño de los gránulos de almidón (Figura 7) varía desde submicras hasta aproximadamente 100 µm y puede presentar diferentes formas los más comunes son esféricas, ovaladas, alargadas, entre otras; por lo tanto, estos gránulos se pueden clasificar en tres tipos A, B y C. Los gránulos tipo A, se caracteriza por su forma de discoidal y un tamaño superior a 15 µm, siendo particulares de los cereales como el trigo, los gránulos tipo B presentan forma esférica con tamaños de 5 µm hasta 15 µm mientras los gránulos tipo C con tamaño inferior 5 µm con morfología esférica (Cornejo-Ramírez et al., 2018; Compart et al., 2023).
4.2.1 Composición del almidón
El almidón es un polisacárido compuesto principalmente por dos homopolisacáridos de diferente estructura, cuya proporción y organización estructural logran afectar significativamente propiedades claves como la capacidad de hidratación del gránulo, gelatinización, retrogradación y funcionalidad del almidón. Asimismo, puede presentar componentes minoritarios tales como proteínas, lípidos y minerales que también logran influir en las propiedades fisicoquímicas (Cornejo-Ramírez et al., 2018).
4.2.1.1 Amilosa
La amilosa (Figura 8), es un polímero de cadena lineal formado con 200 hasta 1000 monómeros de D-glucosa unidos mediante enlaces glucosídicos (α-1,4) con peso molecular que oscila de 1×105 a 1×106 g/mol. Esta puede presentar pocas ramificaciones a través de los enlaces (α-1,6) que representan entre 0,3-0,5 % de su estructura total (BeMiller, 2018; Cornejo-Ramírez et al., 2018). Esta estructura posee la capacidad de enrollarse en una conformación helicoidal debido a su flexibilidad y la longitud de sus cadenas donde cada hélice se conforma por seis unidades de glucosa y presenta en su interior una región hidrofóbica lo que permite la formación de complejos con sustancias como ácidos grasos libres, yodo o alcoholes. La estabilidad y formación de complejos se ve influenciada por la temperatura, pH y el tiempo de contacto (Garcés & Hernández, 2020; Tadeo Vega, 2022).
Figura 8. Estructura de la amilosa (Fuente: Tester et al., 2004).
4.2.1.2 Amilopectina
La amilopectina (Figura 9), es un polímero formado por cadenas altamente ramificadas de diferentes longitudes, constituida por monómeros de D-glucosa unidos mediante enlaces glucosídicos (α-1,4) en las cadenas lineales y los puntos de ramificación en (α-1,6) cuyo peso molecular están en el orden de 1×107-1×109. Su naturaleza de ramificación organizada permite que sus cadenas se entrelacen formando una estructura en hélices dobles paralelas que se compactan generando numerosas regiones cristalinas con las regiones amorfas del gránulo de almidón (Cornejo-Ramírez et al., 2018;Figueroa, 2020).
Figura 9. Estructura de la amilopectina (Fuente: Tester et al., 2004).
4.2.2
Procesos hidrotérmicos del almidón Los procesos hidrotérmicos son transformaciones fisicoquímicas debido a la acción controlada del calor y la humedad permitiendo la modificación estructural del granulo, entre las cuales se encuentran la gelatinización, y la retrogradación, determinan el comportamiento del almidón durante el calentamiento, enfriamiento y almacenamiento, influyendo directamente en su capacidad de hinchamiento, solubilidad, formación de gel y estabilidad estructural.
4.2.2.1 Gelatinización
La gelatinización (Figura 10), es un fenómeno fisicoquímico que se produce cuando el almidón es sometido a calentamiento en presencia de agua. Por debajo de la temperatura de gelatinización, se da una lenta absorción de agua la cual se distribuye en las zonas amorfas y forman enlaces de hidrogeno con las moléculas de almidón provocando un hinchamiento progresivo de los gránulos y la liberación parcial de las moléculas de amilosa hacia la solución, lo que ocasiona un incremento en su viscosidad (Jia et al., 2023). Al superar la temperatura de gelatinización, el calentamiento en conjunto con la cizalladura ocasiona la destrucción de la estructura cristalina de los gránulos, reflejada en la pérdida del fenómeno de la cruz de Malta.
En esta etapa, los gránulos absorben una cantidad significativa de agua y alcanza su expansión máxima lo que provoca su agrietamiento mientras, las interacciones entre las moléculas de almidón se reemplazan por puentes de hidrogeno entre el agua y las moléculas de almidón lo que con lleva a la formación de una pasta viscosa (Chamorro et al., 2025; Chang et al., 2021). La capacidad de hinchamiento y gelatinización es influenciada por propiedades de los gránulos, como el tipo de cristalinidad, su tamaño y presencia de proteínas y lípidos, así como por factores externos, tales como la temperatura, pH y la presencia de sales u otros aditivos, que limitan la absorción de agua y controla la capacidad de hinchamiento (Jia et al., 2023; Tadeo Vega, 2022).
Figura 10. Etapas del proceso de gelatinización del almidón (Fuente: Song et al., 2024).
4.2.2.2 Retrogradación
La retrogradación (Figura 11), es un fenómeno que ocurre durante el tiempo de enfriamiento de la pasta viscosa formada por almidón y agua después de la gelatinización. Este proceso se basa en la reorganización y reorientación estructural de las moléculas de almidón, principalmente se debe a la amilosa, cuyas cadenas lineales se orientan de forma paralela lo que facilita la interacción mediante puente de hidrogeno formando un gel tridimensional que provoca su endurecimiento progresivo (Chang et al., 2021; Garces & Hernández, 2020). En contraste, la amilopectina debido a sus ramificaciones limita la formación de puentes de hidrógenos entre moléculas adyacentes y, en consecuencia, hace que su retrogradación sea más lenta y ocurra durante un largo plazo. Este fenómeno se observa como un incremento de la firmeza del gel, reducción de solubilidad y aparición de sinéresis, entendida como la liberación de agua causada por la compactación y recristalización del sistema polimérico (Chamorro et al., 2025). Asimismo, la velocidad y el grado de la recristalización es afectado por la proporción amilosa-amilopectina, temperatura, presencia de agua y aditivos que favorece o interfieren en la formación de enlaces intermoleculares (Tadeo Vega, 2022).
Figura 11. Transiciones de fases del almidón durante los procesos del calentamiento y enfriamiento (Fuente: Yang et al., 2024).
4.3. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN
Los métodos para obtener almidón de materiales vegetales se diferencian en los procesos, las condiciones experimentales y los reactivos químicos empleados durante la extracción, dentro de estos se destacan la molienda seca y la molienda húmeda cada método tiene un impacto específico en la pureza del almidón aislado como en sus propiedades fisicoquímicas y funcionales. Por lo tanto, es fundamental elegir el método adecuado en función de las características de las materias primas y de los requisitos deseados (Pertuz, 2021).
4.3.1 Método de molienda húmeda
Comienza con un proceso de remojo o hidratación, en el cual el material vegetal se sumerge en agua, soluciones acuosas, o medios ácidos y alcalinos durante un tiempo determinado lo que facilita el ablandamiento de los materiales. Luego, la materia es sometido a una etapa de molienda donde se ejercen tensiones mecánicas que provocan fragmentaciones anatómicas y rupturas celulares produciendo partículas más finas debido al efecto suavizante del agua.
Este paso tiene como finalidad favorecer la liberación y separación del almidón de otros componentes presentes en el material vegetal como proteínas, fibras y lípidos (Heena et al., 2024; Jung et al., 2018).
Después, se somete a tamizado para separar las partículas gruesas del extracto líquido con almidón suspendido y se continua con técnicas orientadas a la separación de componentes y eliminación de impurezas como la sedimentación y lavados sucesivos los cuales aprovechan diferencias de solubilidad, densidad y tamaño de los gránulos de almidón utilizados con el fin de obtener un producto final de alta pureza y calidad. Por último, se lleva el almidón obtenido al horno para eliminar el exceso de agua mediante evaporación a temperaturas entre 60 °C y 70 °C sin afectar ni alterar la calidad del producto (Sayaslan et al., 2023).
Es un proceso complejo que se destaca por ser eficiente en la obtención de almidón, al lograr altos rendimientos y almidones de alta pureza dado que la presencia de proteínas residuales es baja. Este medio húmedo logra minimizar el daño estructural al gránulo de almidón. Sin embargo, las propiedades fisicoquímicas y funcionales son afectadas por la temperatura, el tiempo de exposición, la naturaleza y la concentración de la solución química empleada durante el proceso de remojo. Este método requiere alto consumo energético debido a los equipos especializados, alto consumo de recursos hídricos y tratamiento de aguas residuales (Jung et al., 2018; Rashwan et al.,
2024).
4.3.2 Método de molienda seca
Este método se fundamenta en la reducción del tamaño de partículas de una muestra solida que es llevado a cabo en ausencia de líquidos a través de principios mecánicos como compresión, impacto o cizallamiento causan un daño estructural sobre el material permitiendo la obtención de polvos finos que posteriormente son sometidos a tamizado por medio de tamices de diferentes calibres logrando clasificar y homogenizar las partículas en función de su tamaño permitiendo retirar impurezas (Rengifo & Téllez, 2023).
En este método se realiza un secado previo en condiciones específicas de temperatura en tiempos determinados con el objetivo de controlar el contenido de humedad ya que afecta propiedades mecánicas del material como la resistencia, la rigidez, la elasticidad y plasticidad ocasionando que su disminución facilite la fragmentación durante el proceso lo que permite mejorar la eficiencia (Jung et al., 2018; Roa Acosta, 2015).
Este método es muy empleado para el aislamiento del almidón de los granos, tubérculos, legumbres y otras fuentes vegetales es un proceso simple y eficiente ya que al no emplear agua u otros líquidos evitan la generación de aguas residuales reduciendo significativamente el consumo de energía. Sin embargo, este proceso no es eficiente en la separación del almidón de la matriz proteica lo que ocasión una baja pureza del almidón obtenido y hace necesarios procesos adicionales para mejorar su calidad, asimismo debido al estrés mecánico al que es sometido la muestra durante la molienda se provoca un daño severo en el almidón lo que causa cambios en sus propiedades fisicoquímicas cono el hinchamiento y la pastosidad así como alteraciones en su estructura molecular, cristalina y granular (Li et al., 2022).
4.4. CARACTERIZACIÓN DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
La espectroscopia infrarroja (IR) es una técnica de análisis cualitativo y cuantitativo que permite identificar grupos funcionales y determinar la estructura molecular de una muestra basándose en la capacidad de las moléculas para absorber la luz infrarroja, lo que provoca vibraciones en sus enlaces químicos. Como resultado, cada tipo de enlace posee una frecuencia de vibración característica, lo que da lugar a un pico específico en el espectro IR, el cual generalmente se encuentra en el rango de numero de onda de 4000 cm-1 a 400 cm-1 donde se detectan principalmente enlaces característicos de moléculas orgánicas. Por lo tanto, esta técnica constituye una herramienta esencial en diversas aplicaciones, como la identificación de diferentes tipos de polisacáridos, como el almidón, la celulosa y la quitina, así como la caracterización de grupos de sustitución, configuraciones de carbono anomérico (Hong et al., 2021; Mokari et al., 2023).
4.5. BIOPLÁSTICO
Los bioplásticos se definen como una familia de materiales poliméricos que pueden ser origen biológico, biodegradables o poseer ambas características (European Bioplastics, 2022a). Se consideran biobasados a aquellos compuestos cuyos monómeros y/o polímeros se derivan total o parcialmente de recursos renovables como polisacáridos, proteínas, lípidos o compuestos sintetizados por microorganismos (Acquavia et al., 2021).
Por otra parte, los materiales biodegradables se refieren a aquellos que pueden descomponerse en sustancias naturales como agua, dióxido de carbono, compuestos inorgánicos y biomasa debido a la acción de microorganismos o de las enzimas producidas por estos. Esta propiedad depende de la estructura química del polímero obtenido del proceso de transformación y de las condiciones ambientales a las que estén expuestos. La biodegradabilidad evita su acumulación en el ambiente y la posiciona como una alternativa sostenible a los plásticos convencionales (Acquavia et al.,
2021).
4.6. CLASIFICACIÓN DE BIOPLÁSTICO
Los bioplásticos abarcan una amplia familia de materiales elaborados a partir de diferentes polímeros presentan diferentes propiedades físicas y químicas, dependiendo su origen permitiendo su identificación. La siguiente clasificación se basa en dos criterios los cuales son origen de las materias primas utilizadas en su producción y su capacidad de biodegradación (Abang et al., 2023). Con base en estos aspectos, los bioplásticos se dividen en tres categorías principales, 1. De base biológica y biodegradable, 2. De base biológica y no biodegradable, 3. Derivados del petróleo y biodegradables, como se describen a continuación:
4.6.1 De base biológica y biodegradable:
Se presenta como una alternativa sostenible e innovadora para sustituir a los plásticos convencionales al provenir de fuentes renovables disminuyen la liberación de gases de efecto invernadero debido a su estructura química exhiben la capacidad de sufrir descomposición al interactuar con los microorganismos y sus enzimas transformándolos en compuestos inocuos (Huang et al., 2025).
Entre los materiales se encuentran los fabricados a partir de los biopolímeros obtenidos directamente de las fuentes vegetales o animales como los polisacáridos, proteínas y lípidos adquieren propiedades termoplásticas al ser procesados con aditivos como los plastificante, estos modifican su estructura molecular con el fin de mejorar sus propiedades mecánicas y térmicas otorgándoles características funcionales similares a los plásticos convencionales derivados de los combustibles fósiles (Abang et al., 2023).
Por otro lado, existen materiales que se obtienen a través de procesos biotecnológicos mediante microorganismo por dos procesos. En primer lugar, algunas bacterias u hongos descomponen azúcares derivados de los cultivos o residuos agrícolas para producir monómeros y posterior se someten a síntesis química llamado polimerización por adición formando polímero termoplástico como el ácido poliláctico (PLA), algunos polímeros a base de almidón (TPS) y el succinato de polibutileno (PBS) (De Souza & Gupta, 2024).
Por último, algunos biopolímeros son sintetizados intracelularmente por microorganismos como bacterias heterotróficas y microalgas, dentro de un medio de fermentación expuestos a exceso de carbono y limitando nutrientes como el oxígeno, fósforo o nitrógeno bajo estas condiciones de estrés nutricional ocasiona la acumulación de los biopolímeros en forma de gránulos en el citoplasma que luego pueden extraerse pueden ser procesado mediante extrusión y moldeo por inyección obteniendo materiales como los polihidroxialcanoatos (PHA) los cuales puede degradarse fácilmente en entornos naturales y marinos (Acquavia et al., 2021).
4.6.2 De base biológica y no biodegradable.
Este grupo conocidos como bioplásticos de inserción directa, se fabrican a partir de fuentes renovables como cultivos, algas o residuos agrícolas, sin embargo, debido al proceso de síntesis al que sometidos generan biopolímeros que adquieren una composición química que incluyen grupos como poliolefinas, poliamidas y poliésteres (Abang et al., 2023).
La alta estabilidad y resistencia de los enlaces químicos presente en estos bioplásticos afectan su capacidad para sufrir alteraciones por la acción de microorganismos presentes en los distintos entornos, por lo tanto, exhiben propiedades y aplicaciones similares a sus homólogos de origen fósil. Algunos ejemplos destacados incluyen el bio-polietileno (bio-PE), el bio-polipropileno (bio- PP), el bio-poliéster tereftalato (bio-PET) y las bio-poliamidas (bio-PA) (Abang et al., 2023).
4.6.3 Derivados del petróleo y biodegradable.
Los polímeros de este grupo se obtienen de fuentes de combustibles fósiles como el petróleo o el gas natural, pero su capacidad de biodegradarse radica en su estructura química contiene enlaces éster potencialmente hidrolizables al estar expuestos a procesos naturales en condiciones ambientales específicas sufren fragmentaciones a oligómeros que son metabolizados en ambientes anaeróbicos y aeróbicos obteniendo compuestos innocuos. Entre los polímeros comunes de esta categoría se encuentran el poli (butileno adipato tereftalato) (PBAT) y el polibutileno succinato PBS (Abang et al., 2023).
4.7. ADITIVOS EMPLEADOS PARA LA FORMACIÓN DE BIOPLÁSTICOS
Los bioplásticos proveniente de biopolímeros donde su matriz polimérica es a base de almidón termoplástico tienden a ser rígidos y quebradizos lo que limita sus propiedades mecánicas y su desempeño funcional. Por lo tanto, es necesario la incorporación de diferentes aditivos con el fin de mejorar las propiedades físicas, químicas, térmicas y mecánicas del material en función de su aplicación. Estos aditivos se pueden clasificar según su origen ya sean sintéticos o naturales; los aditivos sintéticos son sustancias comprende sustancias con naturaleza química como plastificantes, agentes reticulante y nanomateriales, mientras que los aditivos naturales incluyen
extractos naturales y aceites esenciales que, además de mejorar las propiedades funcionales del bioplástico incorporan sustancias bioactivas que contribuye a la seguridad alimentaria y reduce el deterioro. Asimismo, cada tipo de aditivo cumple una función que desempeñan dentro de la matriz lo que influyen en sus características estructurales y funcionales lo que permite desarrollar materiales biodegradables con la capacidad de reemplazar a los plásticos convencionales (Singh et al., 2025).
4.7.1
Copolímeros Los copolímeros son compuestos de alto peso molecular que suelen estar conformadas por dos o más monómeros diferentes unidos entre sí mediante enlaces covalentes donde actúan como agentes de compatibilidad lo que permite mejorar las propiedades del material como su flexibilidad, resistencia mecánica y estabilidad frente a factores ambientales (Refino & Téllez, 2023).
4.7.2
Plastificantes Los plastificantes son sustancias orgánicas de bajo peso molecular y naturaleza no volátil la cuales son incorporadas con el propósito de suministrar elasticidad a la matriz polimérica debido a que estos compuestos poseen la capacidad de aumentar el volumen libre entre las cadenas de polímeros reduciendo el número de enlaces y las interacciones entre ellas, lo que mejora la flexibilidad y maleabilidad del material (Singh et al., 2025).
La selección del plastificante se debe basar en la compatibilidad con la matriz polimérica y su aplicación final del producto, ya que sus proporciones y naturaleza afecta directamente en las propiedades mecánicas, térmicas y de barrera del bioplástico. Entre los plastificantes más comunes son azucares, polioles y lípidos los cuales debe presentar características químicas similares al polímero base lo que ocasiona una mejor miscibilidad y un mayor rendimiento, favoreciendo así la homogeneidad y estabilidad de la matriz (Díaz-Montes, 2022).
4.7.2.1 Glicerol
Es un alcohol que destaca por ser unos de los plastificantes más utilizados en la elaboración de bioplásticos debido a su alta compatibilidad con los polímeros hidrofílicos, como el almidón debido que a su estructura contiene tres grupos hidroxilo, le permite generar enlaces de hidrógeno con las cadenas poliméricas aumentando la movilidad molecular lo que disminuye las fuerzas intermoleculares y la fragilidad del material.
4.7.2.2 Agua
Las moléculas de agua pueden actúa como solvente y plastificante secundario dentro de la matriz polimérica, ya que ayuda en la difusión y reorganización de cadenas del polímero al enlazarse con los grupos hidroxilo, aunque su efecto suele ser temporal, dado su carácter volátil (Muñoz-Gimena et al., 2023).
4.7.3
Agente reticulante Un agente reticulante es una sustancia que promueve la formación de enlaces covalentes o iónicos entre las cadenas poliméricas lo que ocasiona una red tridimensional dentro del bioplástico donde su función principal es aumentar la cohesión, la estabilidad térmica, la resistencia mecánica y la rigidez del polímero, reduciendo al mismo tiempo su solubilidad y su capacidad de deformación. En el caso de los bioplásticos a base de almidón lo más comunes son ácido cítrico, ácido bórico glutaraldehído o epiclorhidrina mejoran las propiedades estructurales al unir químicamente las cadenas de almidón, formando una matriz más resistente y menos sensible al agua (Díaz-Montes, 2022; Vanegas, 2014).
4.8. PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DEL BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE
Caesalpinia ebano Existen varias propiedades que se emplean para caracterizar químicamente las películas de bioplásticos como contenido de humedad, solubilidad en agua, absorción de agua y biodegradabilidad en suelo las cuales son fundamentales para evaluar el comportamiento de este material frente al contacto con la humedad lo que nos permite comprender sus posibles aplicaciones.
4.8.1 Contenido de humedad (H)
El contenido de humedad de una película de bioplástico es el porcentaje de agua que se encuentra presente en la matriz después de someterlo a secado lo que afecta directamente la dureza, la flexibilidad, la vida útil y la susceptibilidad del material al crecimiento microbiano. Este se mide gravimétricamente en un horno de aire caliente a temperatura constante de 90 °C durante 24 h horas hasta alcanzar un peso constante, esta pérdida de masa medida permite calcular el porcentaje de humedad. Un alto contenido de humedad afecta la cohesión molecular del bioplástico y también altera otras propiedades clave, como la solubilidad y la absorción de agua (Duarte & Granada, 2024; Mohammed et al., 2022).
4.8.2 Solubilidad en agua (SA)
La solubilidad en agua está relacionada con la estabilidad hidrofílica de un bioplástico lo que permite establecer su uso y representa el porcentaje de material que puede disolverse en un medio acuoso durante un tiempo de inmersión determinado. Este análisis es muy importante para los polímeros naturales como el almidón debido a su alta afinidad por el agua. Un alto índice de solubilidad puede limitar su uso en ambientes húmedos o en contacto directo con alimentos acuosos, pero es más recomendable en productos diseñados para biodegradarse rápidamente como plásticos de un solo uso. El método consiste en un secado en el horno durante 24 horas a una temperatura de 75 °C de la película, sumergirla en 50 ml de agua destilada a temperatura ambiente
durante periodo constante, secar a 75 °C las películas de bioplásticos insoluble y calcular el porcentaje disuelto (Reyes & Vanegas, 2023).
4.8.3 Absorción de agua (AA)
La absorción de agua mide la cantidad de líquido que una película puede absorber e incorporar a su estructura mediante enlaces intermoleculares a través de grupos hidroxilos en polímeros naturales como el almidón. Esta propiedad afecta la expansión, el volumen y las propiedades mecánicas del material, provocando que se vuelva quebradizo, se ablande o pierda su estructura. La absorción de agua se evalúa cuando la película de bioplástico se sumerge en agua durante un periodo de tiempo estandarizado a una temperatura, midiendo el aumento de peso de la muestra como indicador de la cantidad de agua absorbida de acuerdo a la técnica estándar ASTM D570-98 (Mahmud et al., 2025).
4.8.4 Biodegradabilidad en suelo
La capacidad de un material para degradarse bajo la acción de microorganismos del suelo y transformarse en productos como dióxido de carbono, agua, biomasa y compuestos minerales. Las pruebas de biodegradabilidad del suelo simulan las condiciones naturales de descomposición e implican enterrar la muestra bajo una capa de tierra orgánica, manteniendo constantes las condiciones de humedad, temperatura donde se evalúa la pérdida de masa o los cambios visuales durante un período determinado. Los bioplásticos altamente biodegradables ayudan a reducir el impacto ambiental de los residuos plásticos persistentes (Avilés, 2005; Thakkar et al., 2025).
4.9. CARACTERIZACIÓN DEL BIOPLASTICO DE Caesalpinia ebano MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
Es una técnica espectroscopia molecular que estudia la interacciones entre la radiación infrarroja y las moléculas presente en la muestra. Este fenómeno ocurre cuando la frecuencia de la luz infrarroja coincide con la frecuencia de vibración de los enlaces moleculares en su estado basal, generando un espectro característico que refleja los diferentes modos de vibración presente en la materia. Esta técnica es útil para comprender la composición química de los polímeros ya que permite identificar grupos funcionales y las variaciones estructurales que determinan sus propiedades (Velandia Cabra, 2017).
SECCIÓN EXPERIMENTAL
A continuación, se describe la metodología empleada, la cual se estructuró en seis etapas: en primer lugar, se realizó la recolección de los frutos de Caesalpinia ébano. En la segunda etapa, se efectuó la extracción del almidón. La tercera parte fue la determinación de la composición química del almidón de Caesalpinia ebano mediante espectroscopia infrarrojo (IR); la cuarta parte fue la elaboración de las biopelículas con el almidón extraído de semillas de Caesalpinia ebano; la quinta fue la evaluación de las propiedades físicas y químicas tales como: contenido de humedad, solubilidad en agua, absorción de agua y biodegradabilidad en suelo. La sexta parte fue la determinación de la composición química del bioplástico de Caesalpinia ebano mediante espectroscopia infrarrojo (IR). Cada una de estas etapas se describen a continuación.
5.1. RECOLECCIÓN Y PRETRATAMIENTO DE SEMILLAS DE Caesalpinia ebano
Los frutos del árbol Caesalpinia ébano fueron recolectados durante los meses de febrero y marzo en el municipio de Montería, departamento de Córdoba (Colombia). Los frutos se seleccionaron de manera aleatoria dentro del área de cultivo, escogiendo únicamente aquellos que se encuentren en óptimo estado presentaron dimensiones promedio de 5,70 cm de longitud, 2,2 cm de ancho y 1,23 cm de grosor.
Una vez seleccionados, estos fueron almacenados en una bolsa hermética y, finalmente trasladados al laboratorio de Fisicoquímica Orgánica de la Universidad de Córdoba. Allí, se procedió a la extracción de las semillas mediante la remoción manual de la cáscara leñosa (Figura 12). Las semillas obtenidas se sometieron a un proceso de secado al sol durante tres días, tras lo cual fueron descascaradas y almacenadas en condiciones herméticas hasta su posterior utilización en el proceso de extracción del almidón.
Figura 12 A) Frutos maduros de Caesalpinia ebano, B) Semillas con cáscara, C) Semillas descascaradas (Fuente: Elaboración propia).
5.2. EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN
La extracción del almidón se llevó a cabo mediante molienda húmeda, utilizando 500 g de semillas de Caesalpinia ébano que fueron suspendidas en 4 L de una solución de bisulfito de sodio al 0,1% (m/v) (Sigma-Aldrich, 243973), ajustando posteriormente el pH de la suspensión a 10 mediante la adición de una solución de hidróxido de sodio 1 N. La mezcla resultante se sometió a agitación continua durante 3 horas a temperatura ambiente en un agitador de pala (IKA RW 14) y posteriormente, se tamizó a través de un tamiz con una abertura de malla de 150 μm (100 mallas). El filtrado obtenido se agitó durante 2 horas adicionales en un agitador orbital a 150 rpm y se tamizó nuevamente utilizando un tamiz con una abertura de malla de 38 μm (400 mallas). El filtrado resultante se centrifugó a 2500 rpm durante 15 minutos para obtener el almidón libre de material fibroso (Moo-Huchin et al., 2020). El almidón aislado se secó en un horno con circulación de aire a 40 °C durante 12 horas para prevenir la degradación térmica. Finalmente, el almidón seco se tamizó a través de un tamiz de 38 μm (400 mallas) para homogeneizar el tamaño de los gránulos y se almacenó en recipientes de vidrio herméticamente sellados hasta su posterior análisis. El rendimiento de la extracción de almidón se calculó utilizando la ecuación 1. %𝐴𝑙= 𝑊𝑎𝑙 𝑊𝑚 ∗100 𝒆𝒄 (𝟏) Dónde: Wal denota peso del almidón obtenidos (g); Wm denota el peso de la harina de semilla de Caesalpinia ebano (g) y %Al denotada el porcentaje de rendimiento de extracción del almidón A B C
Figura 13. A) Agitación, B) Tamizado, C) Almidón de semillas Caesalpinia ebano (Fuente: Elaboración propia).
5.3. COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano MEDIANTE
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR)
El almidón obtenido de las semillas de Caesalpinia ebano se caracterizó mediante espectroscopía infrarroja (IR) utilizando un espectrofotómetro Thermo Scientific Nicolet iS5 con accesorio D7. El análisis se realizó en un rango espectral comprendido entre 4000 y 400 cm⁻¹, con una resolución experimental aproximada de 4 cm⁻¹ lo que permitió obtener el espectro característico del almidón, empleado posteriormente para identificar los grupos funcionales presentes y confirmar su estructura molecular.
A B C
5.4. ELABORACIÓN DE BIOPLÁSTICO
Para llevar a cabo la obtención de las biopelículas se siguió la metodología descrita por Alarcón et al (2016), con modificaciones. Se pesaron 8.00 gramos de almidón de semillas de Caesalpinia ebano y 2.40 gramos de alcohol polivinílico (PVA), los cuales se mezclaron manualmente hasta obtener una distribución homogénea. A esta mezcla sólida se le adicionaron 56 mL de agua destilada, y la suspensión resultante se agitó mecánicamente a 250 rpm, manteniendo una temperatura constante de 25 °C durante 30 minutos. Transcurrido este periodo, se adicionaron 1.2 gramos de cloruro de sodio (NaCl) y 0.24 gramos de ácido bórico (H₃BO₃), y se continuó agitando bajo las mismas condiciones durante 20 minutos adicionales. Seguidamente, se añadió 5.6 gramos de glicerol como agente plastificante y 8 mL de agua destilada, manteniendo la agitación por otros 10 minutos. Posteriormente, se adicionaron 8 mL de etanol, y se agitó durante 5 minutos más. A continuación, se vertió un segundo volumen de etanol (12 mL) junto con 24 mL de agua destilada. Seguidamente, la velocidad de agitación se incrementó a 800 rpm y la temperatura se elevó hasta alcanzar los 70 °C, condiciones que se mantuvieron hasta observar la completa gelatinización de la mezcla. Finalmente, la mezcla gelatinizada se vertió cuidadosamente en moldes previamente preparados y se sometió a un proceso de secado en un horno a 70 °C durante 24 horas.
Figura 14. A) Elaboración de las películas, B) Bioplástico de almidón de semillas de Caesalpinia ebano (Fuente: Elaboración propia).
A B
5.5. PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DE BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE
Caesalpinia ebano En esta sección se presentan las metodologías empleadas para la determinación de las propiedades físicas y químicas del bioplástico de Caesalpinia ebano, las cuales incluyen el contenido de humedad, la solubilidad en agua, la absorción de agua y la biodegradabilidad en suelo.
5.5.1 Contenido de agua (H)
El contenido de humedad de las películas se determinó mediante un método gravimétrico, cuantificando la pérdida de masa de las muestras antes y después del secado. Para este ensayo, se cortaron secciones rectangulares de las películas con dimensiones de 3 cm × 1 cm. Cada sección se pesó utilizando una balanza analítica y el valor obtenido se registró como masa inicial (m1). Posteriormente, las muestras se introdujeron en un horno y se secaron a una temperatura de 90 °C durante 24 horas. Una vez transcurrido el tiempo de secado, las muestras se retiraron del horno y se dejaron enfriar a temperatura ambiente dentro de un desecador para evitar la reabsorción de humedad. Finalmente, se registró la masa de las muestras secas (m2) (Mohammed et al., 2023). El contenido de humedad se calculó utilizando la ecuación (2).
% 𝐻= (𝑚1 −𝑚2) 𝑚1 ∗100 𝒆𝒄 (𝟐)
Donde 𝑚1 se denota la masa inicial (g) y 𝑚2 es la masa final de la muestra seca de la muestra (g)
Figura 15. Determinación del contenido de humedad de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. A) Muestra inicial (m1), B) Muestra final (m2) (Fuente: Elaboración propia).
5.5.2 Solubilidad en agua (SA)
Para determinar la solubilidad en agua, los bioplásticos se cortaron secciones cuadradas de los bioplásticos con dimensiones de 2 cm × 2 cm. Inicialmente, las muestras se secaron en un horno a 90 °C durante 24 horas y se registró su masa seca inicial (mi) utilizando una balanza analítica. Posteriormente, cada muestra seca se sumergió en 50 mL de agua destilada durante un periodo de 6 horas a temperatura ambiente. Transcurrido este tiempo, las muestras se retiraron del agua y se secaron nuevamente en el horno a 90 °C durante 24 horas. Finalmente, se registró la masa seca final de las muestras (mf) (Mohammed et al., 2023). La solubilidad en agua se calculó utilizando la ecuación (3).
% SA = (𝑚𝑖−𝑚𝑓) 𝑚𝑖 ∗100 𝒆𝒄 (𝟑) Dónde mi se denota como masa seca inicial de la muestra y mf se denota como masa seca final de la muestra.
A B
5.5.3 Absorción de agua (AA)
La prueba de absorción de agua se llevó a cabo siguiendo la metodología ASTM D570-98. De acuerdo con esta norma, las muestras de bioplástico utilizadas en el ensayo consistieron en discos de 50.8 mm de diámetro y 1 mm de espesor. Inicialmente, las muestras de película se secaron en un horno a 50 °C durante 24 horas. Tras el secado, se enfriaron a temperatura ambiente en un desecador para evitar la reabsorción de humedad y se registró su masa inicial seca (wi) utilizando una balanza analítica. Posteriormente, cada muestra se sumergió completamente en 100 mL de agua destilada a temperatura ambiente durante 1 hora. Seguidamente, se midió y registró la masa húmeda de cada muestra (wf) a intervalos de 30 minutos hasta que se observó una estabilización en el peso, indicando la saturación de la muestra (Mohammed et al., 2023). El porcentaje de absorción de agua se calculó utilizando la ecuación (4).
% 𝐴𝐴= (𝑤𝑓−𝑤𝑖) 𝑤𝑖 ∗100 𝒆𝒄 (𝟒) dónde, Wi = masa inicial de la película, Wf = masa final de la película.
Figura 16. Determinación de absorción de agua de los bioplásticos de almidón de semillas de Caesalpinia ebano. A) muestras iniciales (Wi), B) inmersión en agua destilada (Fuente: Elaboración propia).
A B
5.5.4 Biodegradabilidad en suelo
Para evaluar la biodegradación, se enterraron muestras de bioplásticos de almidón (dimensiones: 50 mm × 30 mm × 3 mm) en suelo no estéril a una profundidad de 10 cm. El suelo empleado fue recolectado, sometido a caracterización fisicoquímica para determinar sus propiedades relevantes y posteriormente acondicionado en el laboratorio.
Durante el experimento, se mantuvo un nivel de humedad constante en el suelo mediante la adición periódica de agua destilada. La tasa de degradación de las muestras enterradas se determinó mediante el análisis de la pérdida de masa a intervalos de tiempo predefinidos, siguiendo la metodología establecida por Amin et al., (2019). La pérdida de masa debida a la biodegradación se calculó para intervalos de siete días utilizando la ecuación (5)
𝑃𝑒𝑟𝑑𝑖𝑑𝑎 𝑑𝑒 𝑝𝑒𝑠𝑜 % = (𝑀𝑖−𝑀𝑓) 𝑀𝑖 ∗100% 𝒆𝒄(𝟓)
Dónde, Mi = masa inicial de la película (g), Mf = masa final de la película (g)
Figura 17. Determinación de biodegradabilidad en suelo de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. A) Muestra Inicial (Mi); B) Acondicionamiento de las muestras en el suelo. (Fuente: Elaboración propia).
A B
Figura 18. Determinación de biodegradabilidad en suelo de los bioplásticos de almidón de Caesalpinia ebano. C) Muestras Finales (Mf) (Fuente: Elaboración propia).
5.6. COMPOSICIÓN QUÍMICA DE BIOPLÁSTICO DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia
ebano MEDIANTE ESPECTROSCOPIA INFRARROJO (IR) Para la caracterización del bioplástico, se empleó la técnica de espectroscopía infrarroja (IR) utilizando un espectrofotómetro Thermo Scientific Nicolet iS5 equipado con un accesorio D7. El análisis se realizó en el rango de número de onda comprendido entre 4000 y 400 cm⁻¹. Esta técnica permitió identificar los grupos funcionales presentes en la matriz polimérica del bioplástico y analizar las posibles interacciones químicas entre el almidón y los demás componentes utilizados en su formulación.
C
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
A continuación, se presentan los resultados obtenidos a partir del desarrollo de los objetivos específicos planteados en esta investigación donde se analizan e interpretan con base en la literatura científica, con el propósito de determinar la influencia del almidón en las características funcionales del material y su potencial aplicación como alternativa sostenible a los plásticos convencionales.
6.1. EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
Los resultados que se obtuvieron de la extracción de almidón mediante el método de molienda húmeda se presentan en la Tabla 2.
Tabla 2. Extracción de almidón de la semilla de Caesalpinia ebano por el método de molienda húmeda.
N° de extracciones Muestra (g) de semilla Muestra (g) de almidón Rendimiento
(%)
1
500.8172
16.5944
3.3135
2
500.1708
16.1854
3.2360
3
500.9786
17.0693
3.4072
Promedio ()
500.6555
16.6164
3.3189
Desviación estándar (S)
0.4275
0.4424
0.0857
Según los resultados obtenidos, se observa que el valor promedio del peso en gramos de almidón obtenidos a partir de 500 g de semillas de Caesalpinia ébano, fue de 16.6164g (±0.4424) lo cual representa un rendimiento del 3.3189% (±0.0857) es inferior al reportado por otra leguminosa, como Inga jinicuil (Jinicuil) de la cual se obtuvieron 19.75 g de almidón empleando un método similar de molienda humedad lo que corresponde a un rendimiento del 7.90 %. Esta diferencia evidencia que, aunque ambas especies pertenecen a la misma familia botánica, las características
intrínsecas de sus semillas, como la estructura interna de la semilla, la densidad y el tamaño de los granos de almidón, así como la mayor proporción de fibra y compuestos no amiláceos influyen significativamente en la recuperación de almidón (Aparicio-Saguilán et al., 2024). A pesar del bajo rendimiento, este valor es comparable con el fruto de Annona muricata L. (guanábana) cuyo valor reportado fue de 1.15% empleando método convencional evidenciando valores menores a los encontrados en esta investigación y deja en evidencia la influencia del tipo del material vegetal y del método en la variación del porcentaje de almidón (Ramírez, 2020). A diferencia de los anteriores, los cereales se caracterizan por poseer una composición de almidón alta, como es el caso del maíz (71%), trigo (74%), sorgo (75%) y arroz (89%), al igual que tubérculos como la papa (82%) y raíces como la yuca (77%) (Mendoza & Ricalde, 2016). El porcentaje de almidón obtenido de las semillas de Caesalpinia ebano puede atribuirse además de su composición química a factores experimentales asociados al método empleado, como el pH, tiempo de agitación, tamizado, centrifugación y la concentración de bisulfito de sodio. Este último resulta determinante, ya que actúa como agente reductor que rompe los enlaces disulfuro de las proteínas presentes en la matriz celular, lo que facilita la liberación de los gránulos de almidón (Rengifo & Téllez, 2023).
6.2. ESPECTROSCOPÍA INFRARROJA (IR) DEL ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
En la Figura 19 se presenta el espectro infrarrojo (IR) del almidón extraído de las semillas de Caesalpinia ébano para identificar los grupos funcionales presentes en el mismo; en el cual se observa una banda ancha con poca intensidad en 3260.93 cm⁻¹ correspondiente al estiramiento del grupo funcional hidroxilo (O-H) el cual es característico de la estructura del almidón.
Figura 19. Espectro infrarrojo del almidón extraído de semillas de Caesalpinia ébano.
En 2923.43 cm⁻¹ se evidencia una banda correspondiente a las vibraciones de estiramiento asimétrico de los enlaces C–H, presentes en las cadenas hidrocarbonadas de los carbohidratos. En 1640.41 cm⁻¹ se observa una banda correspondiente a la vibración de flexión del grupo O–H, la cual evidencia la presencia de pequeñas cantidades de agua retenida en la muestra (Jiménez et al.,
2021).
Por otro lado, en la región conocida como “huella dactilar” (1500–500 cm⁻¹), se distingue una banda en 1336.56 cm⁻¹, asociada a las vibraciones de flexión del enlace C–H. A su vez, se observa una banda intensa en 1001.12 cm⁻¹ es atribuida a las vibraciones de estiramiento del enlace C–O– C, correspondientes a los enlaces glucosídicos presentes en la composición del almidón (Orsini & Aparicio, 2021).
6.3. OBTENCIÓN DE BIOPLASTICOS A PARTIR DE ALMIDÓN DE Caesalpinia ebano
Después de aplicar el procedimiento experimental mediante el método casting, el cual permitió la formación de películas uniformes y homogéneas a partir del almidón extraído de las semillas de Caesalpinia ebano, estas exhibieron características físicas que fueron registradas en la tabla 3.
Tabla 3. Propiedades físicas de las biopelículas elaborada a partir de almidón de Caesalpinia ebano.
N° de Muestras Masa (g) Diámetro (mm) Espesor (mm)
1
5.4607
87.2300
0.8500
2
5.5237
87.4700
0.8500
3
5.3987
87.0900
0.8400
Promedio ()
5.4610
87.2633
0.8467
Desviación estándar (S)
0.0625
0.1922
0.0058
Los bioplásticos elaborados a partir de 8 gramos de almidón de Caesalpinia ebano, produjeron biopelículas con masa comprendida entre 5.4607 g y 5.3987 g, con desviación estándar de ±0.0625, con diámetros y espesor promedios de 87.2633 mm (±0.1922) y 0.8467 mm (±0.0058) respectivamente. El espesor obtenido se debe a la adición de plastificantes y aditivos, lo cuales intervienen en las interacciones intermolecular dentro de la matriz polimérica favoreciendo la formación de una película más gruesa y, por lo tanto, su potencial uso en aplicaciones de envasado ya que supera el límite estándar de 0.05 mm (Nigam et al., 2021; Nyerere et al., 2024). Esta consistencia es un factor importante, ya que influyen directamente en las propiedades físicas, mecánicas y en la capacidad de la películas para actuar como barrera frente al vapor de agua y oxígeno (Shanbhacg et al., 2023); Por otro lado, los resultados obtenidos demuestran una mínima variabilidad entre las muestras, lo que sugiere que durante la elaboración de los bioplásticos
mediante el método casting se mantuvieron las condiciones controladas y reproducible en el laboratorio garantizado la buena obtención del producto.
6.4. PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DE BIOPLÁSTICO DE ALMIDÓN DE
Caesalpinia ebano A continuación, se presentan los resultados obtenidos de las propiedades físicas y químicas que se realizaron a las películas de bioplástico obtenidas del almidón extraído de las semillas de Caesalpinia ebano.
6.4.1 Contenido de humedad (H)
En la tabla 4 se presentan los resultados del contenido de humedad obtenido para las muestras de bioplástico elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano, el cual es factor fundamental para evaluar el comportamiento de los bioplásticos frente al agua ya que afecta directamente en sus propiedades físicas, mecánicas y en su vida útil. (Azmin et al., 2020; Othman et al., 2021).
Tabla 4. Contenido de humedad de las películas de bioplástico elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano.
N° de muestra Masa Inicial (g) Masa final (g) Contenido de Humedad (%)
1
0.4358
0.3762
13.6760
2
0.4343
0.3754
13.5621
3
0.4302
0.3714
13.6681
Promedio ()
0.4334
0.3743
13.6354
Desviación estándar (S)
0.0029
0.0026
0.0636
En este estudio se obtuvo un valor promedio de 13.6354 % (± 0.0636), este resultado es inferior a los reportados por Mohammed et al. (2022) quienes reportaron 20.58% en películas a base de almidón de trigo con glicerol como plastificante. Estas diferencias pueden atribuirse a la concentración del plastificante en las películas ya que posee un carácter hidrofílico lo que favorece la retención de moléculas de agua en la matriz polimérica, así como al tipo de almidón, aditivos y las condiciones experimentales (Cano et al., 2015; Domene-López et al., 2018). El control del contenido de humedad resulta esencial, ya que valores elevados pueden favorecer el crecimiento de microorganismos y comprometer la estabilidad del material lo que limita su uso en contacto con alimentos o ambientes húmedos. En virtud de lo anterior, las películas de Caesalpinia ebano lo hace potencialmente útil en aplicaciones como materiales de embalaje no alimentarios y empaques secundarios (Azmin et al., 2020).
6.4.2
Solubilidad en agua (SA) En la tabla 5 se muestran los resultados obtenidos de la determinación de solubilidad en agua de las muestras de bioplásticos elaborados a partir del almidón de semillas de Caesalpinia ebano; este parámetro es fundamental para analizar el comportamiento de las muestras frente a su exposición al agua con el fin de evaluar su resistencia y su desempeño en diversas aplicaciones.
Tabla 5. Solubilidad en agua de las películas bioplásticas elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano.
N° de muestra Masa Inicial (g) Masa Final (g) Solubilidad en Agua(%)
1
0.3353
0.2125
36.6239
2
0.3398
0.2152
36.6686
3
0.3331
0.2108
36.7157
Promedio ()
0.3361
0.2128
36.6694
Desviación estándar (S)
0.0034
0.0022
0.0459
En la tabla 5 se evidencia los resultados de solubilidad en agua de las biopelículas elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano obteniendo promedio del 36.6694 % (± 0.0459). Este resultado es inferior al reportado por Marichelvam et al. (2022) quienes registraron valor de 51.4 % en películas elaboradas con almidón de Prosopis juliflora, glicerol, ácido cítrico y gelatina; mientras que fue superior al obtenido por Mahmmud et al. (2025) quienes indicaron una solubilidad en agua de 9.34% en películas a partir de almidón de maíz y patata reforzado con fibra de algodón residual.
El comportamiento observado sugiere que las diferencias en la solubilidad están estrechamente relacionadas con la fuente de almidón empleada, así como con la naturaleza hidrofílica del glicerol, sus proporciones y aditivos incorporados. Como resultado, las biopelículas exhiben una solubilidad adecuada para aplicaciones como envases de corta duración, películas agrícolas, cápsulas solubles para detergente donde es necesaria una solubilidad controlada para asegurar la integridad del material durante su uso. (Domene-López et al., 2018; Enwere et al., 2024). Además, esta propiedad aporta una ventaja ambiental, ya que, al disolverse parcialmente en medios acuosos, el material reduce la acumulación de residuos plásticos en cuerpos hídricos y favorece su biodegradación por microorganismos, generando productos inocuos como dióxido de carbono, biomasa y agua (Nizamuddin et al., 2024).
6.4.3
Absorción de agua (AA) La absorción de agua es un parámetro clave para evaluar la capacidad de los bioplásticos de retener humedad y su estabilidad frente a ambientes húmedos. A continuación, se presentan los resultados obtenidos para las muestras elaboradas a partir de almidón de semillas de Caesalpinia ébano.
Tabla 6. Absorción de agua de las películas bioplástica elaboradas a partir del almidón de Caesalpinia ebano.
N° de muestra Masa Inicial (g) Masa final (g) Absorción de Agua (%)
1
0.9537
1.3628
30.0191
2
0.9515
1.3611
30.0933
3
0.9543
1.3631
29.9905
Promedio ()
0.9532
1.3623
30.0343
Desviación estándar (S)
0.0015
0.0011
0.0531
En la tabla 6. Se evidencia los resultados obtenidos de la absorción de agua de las muestras de bioplástico elaborados a partir del almidón de Caesalpinia ébano. Las películas mostraron valores comprendidos entre 29.9905% y 30.0191% con una absorción promedio del 30.0343% (± 0.0531). En comparación con los resultados obtenidos por Kiran et al. (2022) quienes reportaron valores superiores entre 88.97% y 215.35% en películas bioplásticas biodegradables a partir de almidón de maíz y plátano empleando glicerina como plastificante y vinagre como conservante, lo que sugiere que el bioplástico obtenido de Caesalpinia ebano presenta una mayor estabilidad estructural en ambientes húmedos. Este comportamiento indica su potencial para aplicaciones como empaques biodegradables y recubrimientos agrícolas, donde se requiere cierta interacción con la humedad sin comprometer la funcionalidad del bioplástico (Ranote et al., 2024).
6.4.4
Biodegradabilidad en suelo Para calcular la biodegradabilidad de las películas de Caesalpinia ebano, se pesaron las masas (g) cada cierto tiempo (días) tal como se muestra en la tabla 7. Con base en estos valores, se calcularon los porcentajes de biodegradabilidad en suelo cuyos datos se presenta detalladamente en la tabla
8.
Tabla 7. Variación de masas de bioplásticos de Caesalpinia ebano con relación al tiempo en suelo. Masa (g) / Días Muestras Promedio () Desviación Estándar (S)
1
2
3
Masa Inicial
0.7096
0.7075
0.7091
0.7087
0.0011
M- 7 días
0.4093
0.4103
0.4110
0.4102
0.0009
M- 15 días
0.3755
0.3708
0.3688
0.3717
0.0034
M- 21 días
0.3507
0.3575
0.3529
0.3537
0.0035
M- 28 días
0.3359
0.3318
0.3345
0.3341
0.0021
M- 35 días
0.3054
0.3075
0.3072
0.3067
0.0011
M- 42 días
0.2733
0.2769
0.2789
0.2764
0.0028
En la tabla 7 se puede evidenciar la pérdida de masa a medida que avanzan los días, este ensayo se realizó durante un periodo de 42 días; donde se obtuvieron pesos de las películas cada siete días aproximadamente. Desde el inicio del ensayo hasta los 7 días se logró observar una mayor pérdida de peso de 0.2985 g; posteriormente entre los días 7 y 15, la reducción promedio fue de 0.0386 g, mientras durante el periodo de 21 a 28 disminuyo a 0.0196 g. Finalmente, entre los días 35 y 42 las pérdidas de peso fueron de 0.0303g.
Tabla 8. Biodegradabilidad en suelo de bioplásticos del almidón de Caesalpinia ebano.
Biodegradabilidad (%) / días Muestras Promedio () Desviación Estándar (S)
1
2
3
7 días
42.3196
42.0071
42.0392
42.1220
0.1719
15 días
47.0829
47.5901
47.9904
47.5545
0.4548
21 días
50.5778
49.4700
50.2327
50.0935
0.5669
28 días
52.6635
53.1025
52.8275
52.8645
0.2218
35 días
56.9617
56.5371
56.6775
56.7254
0.2163
42 días
61.4853
60.8622
60.6685
61.0053
0.4268
En la tabla 8 se reportan los resultados de la biodegradabilidad en suelo de las muestras de bioplástico elaborado a partir de Caesalpinia ebano, las cuales presentaron una notable pérdida de masa del 42.12% a los 7 días después de su incorporación en el suelo, atribuida a la colonización de los microorganismos en las regiones amorfas del material, los cuales liberan enzimas que degradan los compuestos orgánicos (Withana et al., 2025). A los 35 días, la biodegradabilidad alcanzó el 56.72%, evidenciando una degradación baja debido a la incorporación del cloruro de sodio y ácido bórico los cuales actúan como agentes antifúngicos (Holguin Cardona, 2019). En este mismo tiempo, se comparó con los resultados obtenidos por Mahmud et al., (2025), quienes a los 35 días reportaron valores superiores en películas a base de almidón de maíz y patata reforzadas con fibras de algodón (entre 72% y 76%). A los 42 días los resultados obtenidos de las películas de Caesalpinia ebano demuestran una alta biodegradabilidad en suelo del 61%, lo que las convierte en una opción viable para aplicaciones de embalaje sostenible, coberturas agrícolas y materiales de un solo uso como alternativa sostenible a los polímeros convencionales.
6.5. ESPECTROSCOPÍA INFRARROJA (IR) DE BIOPLASTICO DE ALMIDÓN
Figura 20. Espectro infrarrojo (IR) del bioplástico a base de almidón de Caesalpinia ebano.
En la figura 20 se presenta el espectro infrarrojo de las películas bioplástica elaboradas a partir de almidón de Caesalpinia ebano, en el que se observa una banda ancha a 3283 cm-1 correspondiente al estiramiento del grupo hidroxilo (O-H) asociado a la formación de puentes de hidrogeno entre el almidón, el alcohol polivinílico, el glicerol y el agua presente en la matriz polimérica. La banda localizada en 2931 cm-1 indica las vibraciones de estiramiento del enlace C-H de los grupos metileno y metilos presente en el almidón, alcohol polivinílico y glicerol. Asimismo, se identifica una banda débil en 1647 cm-1 perteneciente a la flexión de enlace O-H del agua presente (Nguyen et al., 2025).
En la región de la huella digital (1500-500 cm-1) se presentan bandas de alta intensa en 1413 cm-1 y 1326 cm-1, atribuidas a las vibraciones de flexión de los enlaces C-H. Finalmente la señal en
1024 cm-1 se correlaciona al estiramiento del enlace C–O, correspondientes a los enlaces
glucosídicos de la composición del almidón confirmando su presencia en la matriz polimérica (Otálora et al., 2018).
6.6. USO POTENCIALES DEL BIOPLASTICO OBTENIDO DEL ALMIDÓN DE
Caesalpinia ebano Después de analizar los resultados obtenidos, se evidencia la capacidad del bioplástico derivado del almidón de Caesalpinia ebano para diversas aplicaciones. A continuación, se describen los usos más adecuados según sus propiedades físicas y químicas.
Tabla 9. Usos Potenciales según las propiedades químicas del bioplástico de Caesalpinia ebano Bioplástico Resultados Usos potenciales Contenido de Humedad (%)
13.6354 ± 0.0636
Lo que permite minimizar el crecimiento microbiano y prolonga la vida útil del bioplástico.
Adecuada para empaques no alimentarios y empaques secundarios.
Solubilidad en Agua (%)
36.6694 ± 0.0459
Indica una controlada resistencia a la humedad, preservando la integridad química y física del bioplástico.
Ideal para películas agrícolas, empaques de corta duración, y cápsulas solubles.
Absorción de Agua (%)
30.0343 ± 0.0531
Este resultado limita la afinidad de agua lo que favorece una buena estabilidad en ambientes húmedos.
Representa un potencial para empaques biodegradable y recubrimientos agrícolas.
Biodegradabilidad en Suelo (%)
61.0053 ± 0.4268
Este indica una eficiente degradación por acción microbiana y enzimática lo que permite generar compuestos inocuos.
Apto para empaque sostenibles, coberturas agrícolas y materiales de un solo uso.
CONCLUSIONES
Con base en los resultados obtenidos y el análisis realizado a lo largo del desarrollo de este trabajo, se presentan a continuación las conclusiones del estudio.
• Se extrajo el almidón presente en las semillas del árbol de Caesalpinia ébano empleando el método de molienda húmeda, el cual presentó un rendimiento bajo, esto se puede atribuir a las características propias de las legumbres. Sin embargo, se destaca el potencial de estas semillas subutilizadas como fuente no convencional de almidón, lo que abre la posibilidad de su aprovechamiento a nivel industrial.
• Se realizó el espectro de infrarrojo al almidón de semillas de Caesalpinia ébano y se identificaron los grupos funcionales característicos de la estructura, los cuales se identificaron bandas en 3260.93 cm⁻¹ y 2923.43 cm⁻¹ correspondientes al estiramiento de los enlaces O-H y C–H de las cadenas de glucosa. Por su parte la señal en 1640.41 cm-1 indico la presencia del agua absorbida mientras en 1001.12 cm⁻¹ se asociaron con el estiramiento del enlace C-O de los grupos C-O-C en el anillo de anhidroglucosa.
• El bioplástico se elaboró a partir del almidón extraído de Caesalpinia ébano utilizando el
método de casting, con la adición de alcohol polivinílico, glicerol, cloruro de sodio, ácido bórico, agua y etanol como componentes de la matriz polimérica. Las películas obtenidas presentaron un diámetro y espesor apropiados para este tipo de compuestos.
• Se evaluaron las propiedades físicas y químicas de las películas de bioplástico de
Caesalpinia ébano obteniéndose un contenido de humedad, solubilidad en agua, absorción de agua y una biodegradabilidad en suelo del 61% después de 41 días; estos resultados evidencian una estructura polimérica estable, capaz de mantener su integridad durante su uso, pero susceptible a la degradación microbiana en condiciones de suelo, lo que respalda su potencial como material biodegradable.
• El análisis por espectroscopía infrarroja (IR) del bioplástico de Caesalpinia ébano reveló
bandas características en 3283.79 cm-1, 2971.23 cm-1y 1640.41 cm-1 correspondientes a los enlaces O–H, C–H, H–O–H respectivamente; se comprobó en la región de la huella dactilar con las señales observadas en 1413.60 cm-1, 1326.09 cm-1 y 1001.12 cm⁻¹ asociadas a las vibraciones C-H y C–O–C; las cuales confirman la presencia de amilosa y amilopectina, así como la formación de enlaces de hidrógeno entre el almidón, el glicerol y el alcohol polivinílico, lo que evidencia una interacción efectiva entre los componentes y la preservación de la estructura del polisacárido.
• A partir de los resultados del bioplástico de Caesalpinia ébano se proponen usos
potenciales como empaques biodegradables, recubrimientos agrícolas, cápsulas solubles o materiales compostables, ofreciendo una alternativa para reducir el impacto ambiental causado por los plásticos derivados del petróleo.
RECOMENDACIONES
• Se propone determinar la proporción de amilosa y amilopectina del almidón obtenido con
el fin de evaluar como su composición tiene influencia en las diferentes propiedades fisicoquímicas, estructurales del bioplástico.
• Se sugiere realizar diferentes formulaciones mediante la variación de los compontes de la
matriz ya sea almidón, plastificantes, agentes reticulantes y aditivos con el propósito de evaluar cómo afectan las propiedades físicas, químicas y mecánicas de los materiales biodegradables.
• Se recomienda ensayar con el remplazo del ácido bórico por productos naturales como el
ácido cítrico (limones), ácido acético (vinagre extraído de frutas o plátanos) para modificar la formulación de la matriz polimérica, con el fin de reducir riesgos para la salud y obtener un bioplástico seguro y ecológico
• Se recomienda llevar a cabo la evaluación de las propiedades físicas, ópticas y mecánicas
tales como densidad, opacidad, transparencia, brillo, resistencia a la tracción, elongación de rotura y módulo de Young lo que permitirá analizar el comportamiento del material, determinar su eficiencia y desempeño en diferentes aplicaciones industriales.
BIBLIOGRAFIA
Abang, S., Wong, F., Sarbatly, R., Sariau, J., Baini, R., & Besar, N. A. (2023). Bioplastic classifications and innovations in antibacterial, antifungal, and antioxidant applications. Journal of Bioresources and Bioproducts,
8(4),
361–387.
https://doi.org/10.1016/j.jobab.2023.06.005 Acquavia. M.. Pascale. R.. Martelli. G.. Bondoni. M.. & Bianco. G. (2021). Natural Polymeric Materials: A Solution to Plastic Pollution from the Agro-Food Sector. Polymers. 13(1).
158. https://doi.org/10.3390/polym13010158
Ai. Y.. & Jane. J. (2017). Understanding starch structure and functionality. In Elsevier eBooks (pp. 151–178). https://doi.org/10.1016/b978-0-08-100868-3.00003-2/ Alarcón Cavero, Hugo Arturo, & Arroyo Benites, Edmundo. (2016). Evaluación de las propiedades químicas y mecánicas de biopolímeros a partir del almidón modificado de la papa. Revista de la Sociedad Química del Perú, 82(3), 315-323. Recuperado en 22 de octubre de 2025, de http://www.scielo.org.pe/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1810- 634X2016000300007&lng=es&tlng=es.
Amin, M. R., Chowdhury, M. A., & Kowser, M. A. (2019). Characterization and performance analysis of composite bioplastics synthesized using titanium dioxide nanoparticles with corn starch. Heliyon, 5(8), e02009. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e02009 Aparicio-Saguilán, A., Vázquez-León, LA, Martínez-Cigarroa, AS, Carpintero-Tepole, V., Fernández Barbero, G., Acosta-Osorio, AA, & Páramo-Calderón, DE (2024). Caracterización del almidón de semillas de Jinicuil (Inga jinicuil) y su evaluación como material de pared en secado por aspersión.
Agronomía , 14 (2), 272.
https://doi.org/10.3390/agronomy14020272 Arévalo Caiza, E. N. (2021). Obtención y caracterización de un bioplástico a partir de almidón de arveja piquinegra (Pisum sativum L) que sustituya al plástico convencional en la envoltura de alimentos [Tesis de licenciatura, Escuela Superior Politécnica de Chimborazo]. DSpace ESPOCH. https://dspace.espoch.edu.ec/handle/123456789/16794
ASTM International. (2018). ASTM D570-98(2018): Standard Test Method for Water Absorption of Plastics. West Conshohocken, PA: ASTM International. https://doi.org/10.1520/D0570- 98R18 Avilés, G. R. (2005). Polímeros biodegradables a partir del almidón de yuca. [UNIVERSIDAD EAFIT]. https://repository. eafit. edu.co/items/3ab3bcfd-1e39-4df3-a07a-19b3d2f0d487. Azmin, S. N. H. M., Hayat, N. a. B. M., & Nor, M. S. M. (2020). Development and characterization of food packaging bioplastic film from cocoa pod husk cellulose incorporated with sugarcane bagasse fibre. Journal of Bioresources and Bioproducts, 5(4), 248–255. https://doi.org/10.1016/j.jobab.2020.10.003 Behera, L., Mohanta, M., & Thirugnanam, A. (2021). Intensification of yam-starch based biodegradable bioplastic film with bentonite for food packaging application. Environmental Technology & Innovation,
25,
102180.
https://doi.org/10.1016/j.eti.2021.102180 BeMiller. J. N. (2018). Starches. In Elsevier eBooks (pp. 159–189). https://doi.org/10.1016/b978-
0-12-812069-9.00006-6
Benavides Ruiz, D & Castro Bravo, Y. (2024). Determinación de las propiedades fisicoquímicas del aceite de semilla de Caesalpinia ébano y análisis proximal de la torta. Repositorio Institucional Unicordoba.
https://repositorio.unicordoba.edu.co/entities/publication/157dabe9-9ba0-4756-a0c1- 8eec4601f892 Bolivariano, F. M. (2022). Ébano, arbusto Caribe ornamental – Especie del Mes – Fundación Museo Bolivariano Quinta de San Pedro Alejandrino | Santa Marta, Colombia. https://www.museobolivariano.org.co/ebano-arbusto-caribe-ornamental/ Caesalpinia.
(2015).
North Carolina Extension Gardener Plant Toolbox.
https://plants.ces.ncsu.edu/plants/caesalpinia/ Calle, Z. & Murgueitio E. (2020). Árbo- les nativos para predios ganaderos. Especies focales del Proyecto Ganadería Colombiana Sostenible. CIPAV, Cali Colombia. 346 p. https://cipav.org.co/sdm_downloads/arboles-nativos-para-predios-ganaderos/
Cano, A. I., Cháfer, M., Chiralt, A., & González-Martínez, C. (2015). Physical and microstructural properties of biodegradable films based on pea starch and PVA. Journal of Food Engineering, 167, 59–64. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2015.06.003 Cárdenas L.. D. & N.R. Salinas (eds.). 2007. Libro rojo de plantas de Colombia. Volumen 4. Especies maderables amenazadas: Primera parte. Serie libros rojos de especies amenazadas de Colombia. Bogotá. Colombia. Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas SINCHI – Ministerio de Ambiente. Vivienda y Desarrollo Territorial. 232 pp Chamorro, A. F., Palencia, M., & Lerma, T. A. (2025). Physicochemical characterization and properties of Cassava Starch:
a review.
Polymers,
17(12),
1663.
https://doi.org/10.3390/polym17121663 Chang, Q., Zheng, B., Zhang, Y., & Zeng, H. (2021). A comprehensive review of the factors influencing the formation of retrograded starch. International Journal of Biological Macromolecules, 186, 163–173. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2021.07.050 Compart. J.. Singh. A.. Fettke. J.. & Apriyanto. A. (2023). Customizing Starch Properties: A review of starch modifications and their applications. Polymers. 15(16). 3491. https://doi.org/10.3390/polym15163491 Cornejo-Ramírez. Y. I.. Martínez-Cruz. O.. Del Toro-Sánchez. C. L.. Wong-Corral. F. J.. Borboa- Flores. J.. & Cinco-Moroyoqui. F. J. (2018). The structural characteristics of starches and their functional properties.
CyTA
-
Journal of Food.
16(1).
1003–1017.
https://doi.org/10.1080/19476337.2018.1518343 De Souza, F. M., & Gupta, R. K. (2024). Bacteria for bioplastics: progress, applications, and challenges. ACS Omega, 9(8), 8666–8686. https://doi.org/10.1021/acsomega.3c07372 Díaz-Montes, E. (2022). Polysaccharide-Based Biodegradable Films: an alternative in food packaging.
Polysaccharides,
3(4),
761–775.
https://doi.org/10.3390/polysaccharides3040044 Domene-López, D., Guillén, M., Martin-Gullon, I., García-Quesada, J., & Montalbán, M. (2018). Study of the behavior of biodegradable starch/polyvinyl alcohol/rosin blends. Carbohydrate Polymers, 202, 299–305.
Duarte Betancur, J. S. y Granada Sacristán, F. H. (2024) Obtención de un bioplástico a partir de cascarilla de café. [Trabajo de grado, Fundación Universidad de América] Repositorio Institucional Lumieres. https://hdl.handle.net/20.500.11839/9426
EIA
University.
(2014).
Catálogo de Flora Valle de Aburrá.
Recuperado de https://catalogofloravalleaburra.eia.edu.co/references?page=6 Enwere, C. F., Okafor, I. S., Adeleke, A. A., Petrus, N., Jakada, K., Olosho, A. I., Ikubanni, P. P., Paramasivam, P., & Ayuba, S. (2024). Production of Bioplastic Films from Wild Cocoyam (Caladium bicolor) Starch. Results in Engineering, 103132. r Fernando. R. H. J. (2020). Biología reproductiva de Caesalpinia ebano h. karst. de bosque seco tropical en el departamento de Córdoba. Colombia. Repositorio Institucional Unicordoba. https://repositorio.unicordoba.edu.co/entities/publication/c0ddc979-57d2-4c0c-b9a6- 419e28272d32 Figueroa, J. (2020). Procesos de biocatáalisis enzimática en almidones nativos y pre-gelatinizados de yuca: Efectos a nivel morfológico, molecular y de digestibilidad in vitro. Recuperado de: https://repositorio.unal.edu.co/handle/unal/79620 Garces Vargas, A. J., & Hernández Alba, Y. T. (2020). Evaluación de películas poliméricas basadas en almidón de maíz, ácido poliláctico y polivinil alcohol como alternativa para la sustitución de polímeros convencionales a nivel laboratorio.
Gómez. C & Puche. D (2020). Anatomía. viabilidad y germinación de la semilla de Ébano (Caesalpinia Ébano H.
Karst).
Repositorio Institucional Unicordoba.
https://repositorio.unicordoba.edu.co/entities/publication/37e6e7bd-f908-4bbf-b05fa66c30ab7311 Gualdrón Acosta, R. G. (2011). Cerrejón: hacia la rehabilitación de las tierras intervenidas por la minería a cielo abierto.
https://www.cerrejon.com/.rest/api/v1/documents/b01f70738cbdb738b249622a7320db53 /Hacia-la-rehabiltacion-de-tierras-min.pdf
Heena, Kumar, N., Singh, R., Upadhyay, A., & Giri, B. S. (2024). Application and functional properties of millet starch: Wet milling extraction process and different modification approaches. Heliyon, 10(3), e25330. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2024.e25330 Herrera, D.
(2019).
Caesalpinia ebano.
PasionBonsai.
https://entabonsai.wordpress.com/2014/03/30/caesalpinia-ebano/ Holguin Cardona, H. C. J. (2019). Obtención de un bioplástico a partir de almidón de papa. https://repository.uamerica.edu.co/items/061d915a-6545-4887-aa97-569be59fb7cb Hong, T., Yin, J., Nie, S., & Xie, M. (2021). Applications of infrared spectroscopy in polysaccharide structural analysis: Progress, challenge and perspective. Food Chemistry X, 12, 100168. https://doi.org/10.1016/j.fochx.2021.100168 Huang, S., Dong, Q., Che, S., Li, R., & Tang, K. H. D. (2025). Bioplastics and biodegradable plastics: A review of recent advances, feasibility and cleaner production. The Science of the Total Environment, 969, 178911. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2025.178911 Islam, M., Xayachak, T., Haque, N., Lau, D., Bhuiyan, M., & Pramanik, B. K. (2024). Impact of bioplastics on environment from its production to end-of-life. Process Safety and Environmental Protection, 188, 151–166. https://doi.org/10.1016/j.psep.2024.05.113 Jia, R., Cui, C., Gao, L., Qin, Y., Ji, N., Dai, L., Wang, Y., Xiong, L., Shi, R., & Sun, Q. (2023). A review of starch swelling behavior: Its mechanism, determination methods, influencing factors, and influence on food quality. Carbohydrate Polymers, 321, 121260. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2023.121260 Jiménez, R., Sandoval-Flores, G., Alvarado-Reyna, S., Alemán-Castillo, S. E., Santiago-Adame, R., & Velázquez, G. (2021). Extraction of starch from Hass avocado seeds for the preparation of biofilms.
Food Science and Technology,
42.
https://doi.org/10.1590/fst.56820 Jung. H.. Lee. Y.. & Yoon. W. (2018). Effect of moisture content on the grinding process and powder properties in food:
a review.
Processes.
6(6).
69.
https://doi.org/10.3390/pr6060069
Kiran, G., V., A, K. V., M, V., Govindaraj, V., M, A., N, V., M, G., Nithila, E. E., Bebin, M., Prasath, T. A., & Chezhiyan, P. (2022). Synthesis and characterization of banana peel starch-based bioplastic for intravenous tubes preparation. Materials Today Communications, 33, 104464. https://doi.org/10.1016/j.mtcomm.2022.104464 Koczoń. P.. Josefsson. H.. Michorowska. S.. Tarnowska. K.. Kowalska. D.. Bartyzel. B. J.. Niemiec. T.. Lipińska. E.. & Gruczyńska-Sękowska. E. (2022). The influence of the structure of selected polymers on their properties and Food-Related applications. Polymers. 14(10). 1962. https://doi.org/10.3390/polym14101962 Kowser, M. A., Mahmud, H., Chowdhury, M. A., Hossain, N., Mim, J. J., & Islam, S. (2025). Fabrication and characterization of corn starch based bioplastic for packaging applications. Results in Materials, 100662. https://doi.org/10.1016/j.rinma.2025.100662 Li. M.. Tian. Y.. & Dhital. S. (2022). Starch extraction. In CRC Press eBooks (pp. 17–40). https://doi.org/10.1201/9781003088929-2 Lopes, J., Pettersen, M. K., Grøvlen, M. S., Sharmin, N., Li, K. D., Wetterhus, E., Ferreira, P., Coimbra, M. A., & Gonçalves, I. (2023). Heat-sealable bioplastic films of blended locust bean and potato byproducts for active packaging of fatty foods: Cheese and oat cookies as case studies.
Food Hydrocolloids,
147,
109322.
https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2023.109322 López, C. R., Sarmiento, C., Espitia, L., Barrero, A. M., Consuegra, C., & Gallego, C. B. (2016). Ébano: Caesalpinia ébano (pp. 41–42). En 100 plantas del Caribe colombiano. Usar para conservar: aprendiendo de los habitantes del bosque seco. Fondo Patrimonio Natural. Lopez-Pazos, S. A., Pitre-Ruiz, L., Galván-Ayala, D., Mendez, K. J. Á., & Castro-Uriana, O. (2021). In vitro antimicrobial activity of Caesalpinia coriaria (Jacq.) Willd extracts on Streptococcus pyogenes and Candida albicans.
Revista Vitae,
28(2).
https://doi.org/10.17533/udea.vitae.v28n2a345381 Mahmud, R. U., Darda, M. A., Hossain, M. T., Habib, M. A., Nag, R. K., & Sarker, M. P. (2025). Fabrication of waste cotton reinforced corn and potato starch sustainable bioplastics for
eco-friendly packaging material. Sustainable Chemistry for the Environment, 100286. https://doi.org/10.1016/j.scenv.2025.100286 Marichelvam, M., Manimaran, P., Sanjay, Siengchin, S., Geetha, M., Kandakodeeswaran, K., Boonyasopon, P., & Gorbatyuk, S. (2022). Extraction and development of starch-based bioplastics from Prosopis Juliflora Plant: Eco-friendly and sustainability aspects. Current Research in Green and Sustainable Chemistry,
5,
100296.
https://doi.org/10.1016/j.crgsc.2022.100296 Mendoza M., G. D., & Ricalde V., R. (2016). Alimentación de ganado bovinos con dietas altas en granos (2.a ed.).
UNIVERSIDAD
AUTÓNOMA
METROPOLITANA.
https://casadelibrosabiertos.uam.mx/contenido/contenido/Libroelectronico/Bovinos.pdf Mohammed, A. a. B. A., Hasan, Z., Omran, A. a. B., Elfaghi, A. M., Khattak, M., Ilyas, R. A., & Sapuan, S. M. (2022). Effect of various plasticizers in different concentrations on physical, thermal, mechanical, and structural properties of wheat Starch-Based films. Polymers, 15(1), 63. https://doi.org/10.3390/polym15010063 Mohammed, A. A., Hasan, Z., Omran, A. a. B., Elfaghi, A. M., Ali, Y. H., Akeel, N. A., Ilyas, R., & Sapuan, S. (2023). Effect of sugar palm fibers on the properties of blended wheat starch/polyvinyl alcohol (PVA) -based biocomposite films. Journal of Materials Research and Technology, 24, 1043–1055. https://doi.org/10.1016/j.jmrt.2023.02.027 Mokari, A., Guo, S., & Bocklitz, T. (2023). Exploring the steps of infrared (IR) spectral analysis: Pre-processing, (classical) data modelling, and deep learning. Molecules (Basel, Switzerland), 28(19), 6886. https://doi.org/10.3390/molecules28196886 Moo-Huchin, VM, Ac-Chim, DM, Chim-Chi, YA et al. Harina de semilla de Huaya ( Melicoccus bijugatus ) como nueva fuente de almidón: caracterización fisicoquímica, morfológica, térmica y funcional.
Food Measure
14
,
3299–3309
(2020).
https://doi.org/10.1007/s11694-020-00573-3 Muñoz-Gimena, P. F., Oliver-Cuenca, V., Peponi, L., & López, D. (2023). A review on Reinforcements and Additives in Starch-Based Composites for food packaging. Polymers, 15(13), 2972. https://doi.org/10.3390/polym15132972
Nguyen, T. T. T., Truong, N. L. Q., Chiem, T. N. Q., Truong, L. D. P., Nguyen, T. T. T., & Van Tran, T. (2025). Development of intelligent films based on jackfruit seed starch/polyvinyl alcohol incorporated with purple sweet potato peel anthocynanin as an indicator. International Journal of Biological Macromolecules,
145436.
https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.145436 Nigam, S., Das, A. K., & Patidar, M. K. (2021). Synthesis, characterization and biodegradation of bioplastic films produced from Parthenium hysterophorus by incorporating a plasticizer
(PEG600).
Environmental Challenges,
5,
100280.
https://doi.org/10.1016/j.envc.2021.100280 Nizamuddin. S.. Baloch. A. J.. Chen. C.. Arif. M.. & Mubarak. N. M. (2024). Bio-based plastics. biodegradable plastics.
and compostable plastics:
biodegradation mechanism.
biodegradability standards and environmental stratagem. International Biodeterioration & Biodegradation. 195. 105887. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2024.105887 Nyerere, G., Kyokusiima, S., Nabaterega, R., Tumusiime, G., & Kavuma, C. (2024). The synergy of maize straw cellulose and sugarcane bagasse fibre on the characteristics of bioplastic packaging film.
Bioresource Technology Reports,
28,
102007.
https://doi.org/10.1016/j.biteb.2024.102007 Orsini, SMD y Aparicio, GPP (2021). Espectroscopia de infrarrojos con transformada de Fourier (FT-IR) para análisis de muestras de harina de trigo, fécula de maíz y almidón de yuca. @limentech, Ciencia y Tecnología Alimentaria , 19 (1), 5-16.
Otálora, L. J. N., Torres, A. M. G., Vargas, O. J. M., & Morales, C. I. R. (2018). Biopelículas fotoactivas: material de empaque en alimentos sensibles a la oxidación. Revista U D C a Actualidad & Divulgación Científica,
21(2).
https://doi.org/10.31910/rudca.v21.n2.2018.1080 Othman, N. A., Adam, F., & Yasin, N. H. M. (2021). Reinforced bioplastic film at different microcrystalline cellulose concentration. Materials Today Proceedings, 41, 77–82. https://doi.org/10.1016/j.matpr.2020.11.1010
Pertuz. A. D. (2021). Biopolímeros a base de almidón de papa (Solanum tuberosum). para uso de la industria alimentaria en Colombia. [Monografía]. Repositorio Institucional UNAD. https://repository.unad.edu.co/handle/10596/41710 Pournaghi, N., Khalighi-Sigaroodi, F., Safari, E., & Hajiaghaee, R. (2020). A review of the genus Caesalpinia L.: emphasis on the cassane and norcassane compounds and cytotoxicity effects. Journal of Medicinal Plants, 19(76), 1-20.
Ramírez Balboa, G. (2020). Extracción con ultrasonido y su efecto sobre las propiedades funcionales y estructurales del almidón de frutos de guanábana (Annona muricata L.) Ranote, S., Kowalczuk, M., Guzenko, N., Duale, K., Chaber, P., Musioł, M., Jankowski, A., Marcinkowski, A., Kurcok, P., Chauhan, G. S., Chauhan, S., & Kumar, K. (2024). Towards scalable and degradable bioplastic films from Moringa oleifera gum/poly(vinyl alcohol) as packaging material. International Journal of Biological Macromolecules, 269, 132219 Rashwan, A. K., Younis, H. A., Abdelshafy, A. M., Osman, A. I., Eletmany, M. R., Hafouda, M. A., & Chen, W. (2024). Plant starch extraction, modification, and green applications: a review. Environmental Chemistry Letters, 22(5), 2483–2530.
https://doi.org/10.1007/s10311-024-01753- Rengifo Reyes D. A. & Téllez Espinosa E. P. (2023). Elaboración de biopelícula a partir de la semilla de aguacate variedad Lorena. https://repository.uamerica.edu.co/items/55aaf7c7f142-43aa-954b-b8418bc330ea Reyes Cerquera, L. Y., & Vanegas Pérez, N. S. (2020). Evaluación para la síntesis de una película polimérica derivada de cáscaras de naranja con aceites esenciales antimicrobianos para el control de Rhizopus Stolonifer.
Roa Acosta. Diego Fernando. (2015). Métodos de molienda seca y húmeda en molino planetario para la obtención y caracterización de fracciones de amaranto y su aplicación como agente encapsulante. (Tesis Doctoral. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.). Recuperado de https://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n5816_RoaAcosta
Salamanca. B. (2016). Recuperación de árboles maderables del bosque seco. Bogotá Tropenbos Internacional Colombia & Fondo Patrimonio Natural. Extraído de: https://www. tropenbos. org/file. php/2142/8-recuperacionarbolesmaderables-low. pdf.
Santana, R. F., De Carvalho Batista Muniz, I., Lima, C. M. G., Veloso, C. M., Santos, F. G., & Bonomo, R. C. F. (2025). Starch-based bioplastics and natural antimicrobials: a sustainable alternative for active packaging.
Food Bioscience,
107786.
https://doi.org/10.1016/j.fbio.2025.107786 Sayaslan, A., Koyuncu, M., & Şahin, N. (2023). Wet-milling of wheat and maize. In Elsevier eBooks (pp. 261–268). https://doi.org/10.1016/b978-0-323-95295-8.00025-3 Shanbhag, C., Shenoy, R., Shetty, P., Srinivasulu, M., & Nayak, R. (2023). Formulation and characterization of starch-based novel biodegradable edible films for food packaging. Journal of Food Science and Technology, 60(11), 2858–2867.
https://doi.org/10.1007/s13197-023-05803-2 Singh, S., Habib, M., Rao, E. S., Kumar, Y., Bashir, K., Jan, S., & Jan, K. (2025). A comprehensive overview of biodegradable packaging films: Part I—sources, additives, and preparation methods. Discover Food, 5(1). https://doi.org/10.1007/s44187-025-00303-y Song, P., Huang, Y., Li, J., Shan, S., Zhou, Z., Cao, H., & Zhao, C. (2024). The influence of processing technologies on the biological activity of carbohydrates in food. Food Chemistry X, 23, 101590. https://doi.org/10.1016/j.fochx.2024.101590 Sultan, A., Sultan, H., Shahzad, W., Kareem, A., Liaqat, A., Ashraf, Z., Shahid, A., Rauf, A., Saeed, S., Mehmood, T., Zahra, M., Soto-Bubert, A., & Acevedo, R. (2024). Comparative analysis of physical and mechanical properties of starch based bioplastic derived from the pulp and peel of potatoes. Journal of the Indian Chemical Society, 101(10), 101301. https://doi.org/10.1016/j.jics.2024.101301 Tadeo Vega, D. M. (2022). Almidones modificados y su uso en panificación. Universidad Nacional Autónoma de México
Tester, R. F., Karkalas, J., & Qi, X. (2004). Starch—composition, fine structure and architecture. Journal of Cereal Science, 39(2), 151–165. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2003.12.001 Thakkar, A., Patel, B., Sahu, S. K., Yadav, V. K., Patel, R., Sahoo, D. K., Joshi, M., & Patel, A. (2025). Potato starch bioplastic films reinforced with organic and inorganic fillers: A sustainable packaging alternative. International Journal of Biological Macromolecules, 141630. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.141630 Vanegas Hinojosa, M. G. (2014). Obtención de películas biodegradables a partir de mezclas de quitosano de cáscaras de camarón y agentes plastificantes.
Velandia Cabra, J. R. (2017). Identificación de polímeros por espectroscopía infrarroja. Revista Ontare. 5, p 115-140 Withana, P. A., Yuan, X., Im, D., Choi, Y., Bank, M. S., Lin, C. S. K., Hwang, S. Y., & Ok, Y. S. (2025). Biodegradable plastics in soils: sources, degradation, and effects. Environmental Science Processes & Impacts. https://doi.org/10.1039/d4em00754 Yang, Y., Fu, J., Duan, Q., Xie, H., Dong, X., & Yu, L. (2024). Strategies and Methodologies for Improving Toughness of Starch Films.
Foods,
13(24),
4036.
https://doi.org/10.3390/foods13244036
Cita: Zambrano Velasquez, Angela Rosa (2026), Elaboración de bioplástico a partir del almidón extraído de semillas de Caesalpinia ebano, Universidad de Córdoba, p. N. https://repositorio.unicordoba.edu.co/handle/ucordoba/9969